DieRNA-Interferenz (kurzRNAi oder auchRNA-Silencing) ist ein natürlicher Mechanismus in denZellen von Lebewesen mit einemZellkern (Eukaryoten), welcher der zielgerichteten Abschaltung vonGenen dient. Sie ist ein Spezialfall derGen-Stilllegung. Die RNA-Interferenz beruht auf einer Wechselwirkung kurzer Stücke vonRibonukleinsäure (RNA) mit derErbinformation-übertragendenmRNA unter Beteiligung mehrererEnzymkomplexe. Als Folge wird die mRNA in mehrere Bruchstücke gespalten und die zu übertragende Information wird zerstört oder eineTranslation in einProtein verhindert.

In den Biowissenschaften hat sich RNA-Interferenz als eine neue Möglichkeit zur Stilllegung vonGenen („Gen-Knockdown“) etabliert. Seit 2018 sind bereits ersteRNAi-basierte Therapeutika zugelassen, zahlreiche weitere werdenklinisch entwickelt. Für die Entdeckung des Mechanismus der RNA-Interferenz erhielten die beiden US-WissenschaftlerAndrew Z. Fire undCraig C. Mello 2006 denNobelpreis für Physiologie oder Medizin.

Das Phänomen der RNA-Interferenz kann in allenReicheneukaryotischer Lebewesen, einschließlichPilzen,Pflanzen undTieren, beobachtet werden. Daher wird angenommen, dass die RNA-Interferenz ein entwicklungsgeschichtlich sehr alter Mechanismus ist.^[1] Besonders gut sind die Mechanismen der RNA-Interferenz in den biologischenModellorganismenArabidopsis thaliana (Ackerschmalwand),Caenorhabditis elegans undDrosophila melanogaster untersucht. Insbesondere derFadenwurmC. elegans dient als Modellorganismus zur Erforschung der RNA-Interferenz, da in diesen relativ einfach gebauten Organismus besonders leicht interferierende RNA über die als Nahrung dienenden genetisch verändertenE.-coli-Bakterien eingebracht werden kann und bei ihm robuste Interferenzeffekte zu beobachten sind.^[2]

Einige Bestandteile der RNA-Interferenz-Maschinerie, wie beispielsweise die für Funktion der RNA-Interferenz essenziellenArgonautenproteine, kommen auch inProkaryoten vor.^[1] Ein der RNA-Interferenz der Eukaryoten weitgehend ähnelnder Prozess ist derCRISPR-Mechanismus der Prokaryoten zur Verteidigung gegen das Eindringen fremden Erbguts durchViren.

In der Natur kommen verschiedene Typen interferierender RNA vor. Wenngleich diese verschiedenen Typen interferierender RNA gemeinsame oder verwandte Mechanismen nutzen, so ist ihre Funktion zum Teil sehr verschiedenartig.

Die RNA-Interferenz spielt insbesondere bei Pflanzen bei der Verteidigung gegen fremde RNA eine wichtige Rolle. Sie stellt somit einen zentralen Bestandteil des pflanzlichen Abwehrsystems gegenRNA-Viren dar. An dieser Verteidigungsfunktion ist diesiRNA (small interfering RNA), die in pflanzlichen Zellen als eine Folge der Infektion mit einem RNA-Virus bei der Vervielfältigung (Replikation) der Virus-RNA gebildet wird und zugleich der Zelle zur Erkennung und Zerstörung dieser fremden RNA dient, beteiligt. Zahlreiche Viren versuchen ihrerseits über eine Hemmung der an der RNA-Interferenz beteiligten Proteine, diesem Abwehrmechanismus zu entgehen.^[3]

Ähnliche Mechanismen der RNA-Interferenz zur Infektionsabwehr konnten auch bei Pilzen, Fadenwürmern und Insekten gefunden werden. Bei Säugetieren ist das Vorkommen eines körpereigenen siRNA-basierten Abwehrmechanismus nicht gesichert. Diese Aufgabe kann bei Säugetieren von spezieller zelleigenermiRNA (micro RNA) mit einer direkten hemmenden Wirkung auf die Replikation von Viren wahrgenommen werden.^[3]

Die RNA-Interferenz spielt unter Beteiligung der zelleigenen miRNA bei vielen mehrzelligen Lebewesen bei der Regulation derGenexpression eine wichtige Rolle. Die im menschlichen Organismus auf etwa 1000 geschätzten verschiedenen miRNAs kontrollieren die Aktivität von etwa 30 % der menschlichen Gene.^[4] Hiervon sind unter anderem zahlreiche Funktionen des Immunsystems betroffen. Damit wird der Regulation der Genaktivität durch miRNA eine ähnlich große Bedeutung beigemessen wie der Regulation durchTranskriptionsfaktoren.

Auch eine zelleigene Variante der siRNA, die sogenannteesiRNA (endogenous siRNA), ist an der Regulation der Genexpression beteiligt. Diese sowohl bei Pflanzen, Pilzen als auch Tieren vorkommende interferierende RNA dient im Gegensatz zur exogenen siRNA nicht der Virusabwehr.^[5]

Eine weitere Aufgabe, die Kontrolle sogenannter springender Gene (Transposons), wird insbesondere von einem weiteren Typ interferierender RNA-Moleküle wahrgenommen, der piRNA (PIWI interacting RNA). Diese Funktion der RNA-Interferenz spielt beim Menschen eine besondere Rolle bei derSpermatogenese und der Entwicklung desEmbryos.

Es sind mehrere einander verwandte Mechanismen der RNA-Interferenz bekannt. An diesen Mechanismen sind als Komponenten kleine spezialisierte zumeist doppelsträngige RNA-Moleküle, ein alsRNA-induced silencing complex (RISC) bezeichneter Enzymkomplex und die Ziel-RNA beteiligt. Die RNA-Interferenz kann im Allgemeinen in drei Phasen unterteilt werden. Im ersten Schritt werden in der Zelle größere doppelsträngige RNA-Moleküle mit Hilfe vonRibonuklease-Enzymen, wieDicer undDrosha, in kurze doppelsträngige RNA-Fragmente geschnitten. Im zweiten Schritt werden diese Fragmente in Einzelstränge gespalten, und ein Strang, der sogenannte ‚Leitstrang‘ (nicht zu verwechseln mit dem Leitstrang derDNA-Replikation), wird in den RISC-Enzymkomplex aufgenommen. Letztlich kann der aufgenommene Leitstrang den Enzymkomplex aktivieren, eine mRNA zu spalten, die in ihrer Basensequenz zu der Sequenz des Leitstrangskomplementär ist. Auf diese Weise bestimmt der Leitstrang, welche mRNA in welcher Weise gespalten wird. Alternativ dazu kann der Enzymkomplex die Funktion einer zum Leitstrang komplementären mRNA als Informationsüberträger ohne Spaltung blockieren. Beide Wege können zu einer Unterdrückung der Umsetzung einer genetischen Information über ein Protein in einMerkmal führen.^[6]

Ein erster zentraler Schritt der RNA-Interferenz ist die Bildung doppelsträngiger RNA-Moleküle (dsRNA) mit einer Länge von etwa 20 bis 30Basenpaaren. Abhängig von ihrer Herkunft kann zwischen verschiedenen Typen kurzer doppelsträngiger RNA-Moleküle unterschieden werden.

Die siRNA, eine etwa 19 bis 23 Basenpaare umfassende doppelsträngigekleine RNA mit jeweils zwei 3'-endständig überstehendenNukleotiden, wird durch eine Spaltung eines großen doppelsträngigen RNA-Moleküls gebildet. Diese Vorläufer-RNA kann mehrere Hunderte bis Tausende Basenpaare lang sein und fällt beispielsweise bei der Vervielfältigung viraler RNA an. dsRNA kann nicht nur exogenen, sondern auch endogenen Ursprungs sein.^[7] An der Spaltung ist insbesondere das Enzym Dicer, eine sogenannteRNase III, beteiligt. Dieser Mechanismus wird insbesondere zur Verteidigung gegen RNA-Viren genutzt.

Dem gegenüber ist die miRNA durch diegenomischeDNA codiert. In einem mehrstufigen Prozess wird aus nichtproteincodierenden Bereichen der DNA die miRNA gebildet. Primär wird pri-miRNA (primary miRNA) mit Hilfe derRNA-Polymerase II durchTranskription als RNA-Einzelstrang erzeugt, der sich aufgrund beträchtlicherpalindromischer Bereiche zu einer charakteristischenSekundärstruktur faltet. In tierischen Zellen wird die pri-miRNA noch imZellkern mit Hilfe eines Enzymkomplexes, demMicroprocessor complex, unter Beteiligung der RNase Drosha in diehaarnadelförmige pre-miRNA (precursor miRNA) mit einer Länge von 65 bis 70 Nukleotiden gespalten. Die gebildete pre-miRNA wird schließlich imZytosol mit Hilfe von Dicer in einen jeweils etwa 21 bis 25 Basenpaare umfassenden miRNA-Doppelstrang geschnitten. In pflanzlichen Zellen hingegen erfolgt die Bildung eines miRNA-Doppelstrangs direkt aus der pri-miRNA unter Beteiligung der im Zellkern lokalisierten RNaseDCL1.

Eine in tierischenGeschlechtszellen vorkommende Variante der RNA-Interferenz nutzt einzelsträngige piRNA (PIWI-interacting RNA). Die Bildung dieser etwa 24 bis 31 Nukleotide umfassenden interferierenden RNA-Moleküle unterscheidet sich wesentlich von der der siRNA und miRNA. An der noch nicht vollständig aufgeklärten Biogenese der piRNA sind weder doppelsträngige RNA-Vorläufermoleküle noch RNAsen vom Typ III beteiligt. Es wird unter anderem angenommen, dass die piRNA nach der Bildung eines Primärtranskripts durch Transkription eines piRNA-Clusters in einem als Ping-Pong-Mechanismus bezeichneten Kreislaufprozess unter Beteiligung vonPIWI-Proteinen gebildet wird.^[8]

Neben diesen interferierenden RNAs sind weitere zur RNA-Interferenz befähigte RNA-Typen, wie beispielsweise21U-RNA^[9] und die esiRNA^[5], bekannt.

Das zentrale Glied der RNA-Interferenz ist ein alsRNA-induced silencing complex (RISC) bezeichneter Enzymkomplex. Die von Dicer gebildeten doppelsträngigen siRNA- oder miRNA-Moleküle werden an dieArgonautenproteine desRNA-induced silencing complex übergeben. Dieser mit doppelsträngiger RNA beladene Komplex wird auch als Prä-RISC bezeichnet. Es werden innerhalb des Prä-RISC die Doppelstränge der gebundenen siRNA oder miRNA gespalten. Der als Leitstrang bezeichnete RNA-Einzelstrang verbleibt imRNA-induced silencing complex, der in diesem Zustand Holo-RISC genannt wird, während der andere Strang den Komplex verlässt und abgebaut wird. Schließlich wird eine zum Leitstrang komplementäre mRNA in denRNA-induced silencing complex eingebaut.

Die am besten erforschte Konsequenz aus der Aktivierung desRNA-induced silencing complex ist die Spaltung einer im Komplex gebundenen und zum Leitstrang komplementären mRNA. Dieser Mechanismus, der insbesondere bei siRNA beobachtet werden kann, setzt ein Argonautenprotein mitEndonuklease-Aktivität und eine möglichst perfekte Komplementarität zwischen Leitstrang und Ziel-mRNA voraus.^[10] Von den vier Argonautenproteinen des Menschen, die an der siRNA- oder miRNA-vermittelten RNA-Interferenz beteiligt sind, besitzt lediglich AGO2 eine Endonukleaseaktivität.^[11] Eine Spaltung der Ziel-RNA kann darüber hinaus als eine Folge der piRNA-vermittelten RNA-Interferenz beobachtet werden. Diese Spaltung ist auf die Endonukleaseaktivität der im Ping-Pong-Zyklus beteiligten PIWI-Proteine zurückzuführen. Die gespaltene Ziel-mRNA kann in den P-Bodys weiter abgebaut werden.

Die wichtigste Funktion desRNA-induced silencing complex (insbesondere bei der miRNA-vermittelten RNA-Interferenz) ist die Hemmung der Übersetzung der Information einer mRNA in ein Protein an denRibosomen (Translation). Für diese Funktion ist weder eine Endonukleaseaktivität noch eine hochgradige Komplementarität zwischen dem Leitstrang und der Ziel-mRNA Voraussetzung. Lediglich die Nukleotide 2 bis 7 des Leitstrangs müssen zu denen der Ziel-mRNA komplementär sein.^[12] Die zugrundeliegenden molekularen Mechanismen der Translationshemmung sind weniger gut erforscht. Mindestens zwei mögliche Mechanismen, die in den Zellen der TaufliegeDrosophila melanogaster bereits beobachtet werden konnten, werden für die Hemmung der Umsetzung der mRNA-Information in ein Protein verantwortlich gemacht. Zum einen kann derRNA-induced silencing complex überProtein-Protein-Wechselwirkungen mitTranslationsinitialisierungsfaktoren blockieren. Zum anderen kann ein Abbau desPolyadenylierungssignals der mRNA durch den aktiviertenRNA-induced silencing complex beobachtet werden. Beide Mechanismen haben eine Hemmung der Translation zur Folge.^[13]

Neben der RNA-Interferenz können kleine doppelsträngige RNA-Moleküle zu einer Hemmung der Transkription führen. An diesem im Zellkern stattfindenden sogenanntentranskriptionellen Gen-Silencing ist eine alsRNA-induced transcriptional silencing complex (RITS) bezeichnete Variante desRNA-induced silencing complex beteiligt. Der aktivierteRNA-induced transcriptional silencing complex führt überHistonmodifikationen zur Bildung vonHeterochromatin-Bereichen des Erbguts. Diese Bereiche sind nicht mehr für die Enzyme der Transkription zugänglich.

Ein weiteres, auf kleine RNA-Moleküle zurückzuführendes Phänomen neben der RNA-Interferenz ist die sogenannteRNA-Aktivierung (RNAa). Als zugrundeliegende Mechanismen werden eine Aktivierung der Transkription durchPromotor-spezifische interferierende RNA, eine Aktivierung der Translation unter Beteiligung von Argonautenproteinen, eine Wechselwirkung mit zelleigener miRNA undAntisense-Mechanismen diskutiert.^[14][15][16]

Die RNA-Interferenz wird in derGrundlagenforschung zur Aufklärung der noch unbekannten Funktion eines zu untersuchenden bekannten Gens und dessen codierten Proteins genutzt. Die RNA-Interferenz erlaubt die gezielte Ausschaltung jedes beliebigen Gens. Aus dieser Ausschaltung kann die Funktion des von Gen codierten Proteins abgeleitet werden. Es muss einzig die Nukleotidsequenz des zu untersuchenden Gens bekannt sein, um potenziell interferierende RNA-Moleküle zu entwickeln. Damit ist die auch als „Gen-Knockdown“ bezeichnete Anwendung der RNA-Interferenz zur Untersuchung der Funktion eines Gens und dessen codierten Proteins deutlich weniger aufwendig als das konventionelleGen-Knockout. Zudem ist die Anwendung der RNA-Interferenz zeit- und erfolgversprechender als die Entwicklung einesLiganden alsInhibitor der Proteinfunktion. Dies ist insbesondere der Fall, wenn eine pharmakologische Unterscheidung nahe verwandter Proteine praktisch unmöglich ist.^[4]

Auch für die umgekehrte Fragestellung, die Suche nach den für eine bekannte Funktion oder ein bestimmtes Merkmal verantwortlichen Genen oder Proteinen, eignet sich die experimentelle Nutzung der RNA-Interferenz. Hierfür werden RNA-Interferenzbibliotheken mit interferierenden RNAs gegen jedes einzelne Gen eingesetzt, die mit Hilfe desHochdurchsatz-Screenings genutzt werden. Diese sogenannten genomweiten RNA-Interferenzscreenings finden auch in derPharmaforschung auf der Suche nach neuen Zielmolekülen für neue Wirkstoffe (Target discovery) Anwendung.

Für beide Anwendungsgebiete der RNA-Interferenz in der Grundlagenforschung werden insbesondere synthetische siRNA- odershRNA-Moleküle (short hairpin RNA) eingesetzt. Sie werden entweder direkt mit Hilfe diverserTransfektionstechniken in die Zellen eingeschleust oder indirekt in den Zellen nach Einbringung einesVektors, wie beispielsweise eines shRNA-codierendenPlasmids oder einesVirus, unter Ausnutzung der zellulären Transkription gebildet. Zur Vermeidung einer Fehlinterpretation durch die in der Praxis immer wieder auftretenden unspezifischen Effekte werden geeignete Kontrollexperimente durchgeführt oder die Spezifität wird mit Hilfe mehrerer interferierender RNAs gegen ein und dasselbe Gen bestätigt.^[4]

Obgleich die RNA-Interferenz ein erst kürzlich entdeckter biologischer Mechanismus ist, sind die ersten RNA-Interferenz-basierten Therapeutika bereits in den USA und auch der EU zugelassen. 2018 wurde mitPatisiran das erste RNAi-basierte Medikament zugelassen.^[17][18] Patisiran zielt auf die TTR-mRNA mit dem Ziel einer Reduktion des Proteins TTR, das in der Leber gebildet wird. Bei Patienten mithereditärerTransthyrethin-Amyloidose (hATTR) liegt eine Mutation im TTR-Gen vor. Infolgedessen werden fehlerhafte TTR-Proteine gebildet, die sich nicht korrekt in einer Tetramer-Struktur falten. Durch die fehlerhafte Faltung verklumpen die TTR-Proteine und lagern sich in Organen und Gewebe ab (Amyloid), was zu Funktionsstörungen im Organismus führt. Durch das Herunterfahren der TTR-Produktion kann die Progression der Erkrankung gestoppt werden.2019 und 2020 folgten mit den Zulassungen vonGivosiran zur Behandlung derAkuten intermittierenden Porphyrie^[19][20][21] undLumasiran zur Behandlung derPrimären Hyperoxalurie Typ 1^[22][23] die nächsten RNAi-Therapeutika zur Behandlung seltener, genetisch bedingter Erkrankungen. MitInclisiran wurde Ende 2020 zudem erstmals ein siRNA-basierter Wirkstoff zur Behandlung derfamiliären Hypercholesterinämie zugelassen. 2022 folgte mitVutrisiran (Handelsname Amvuttra) eine Weiterentwicklung des Patisiran, in der gleichen Indikation, welche durch chemische Stabilisierung nur noch selten und subkutan bei gleicher Wirksamkeit verabreicht werden muss.^[24]
Am weitesten fortgeschritten in der Entwicklung von RNAi-basierten Therapeutika gilt das UnternehmenAlnylam Pharmaceuticals aus den USA. Alle bislang zugelassenen RNAi-Therapeutika stammen aus der Entwicklung von Alnylam. Inclisiran wurde auslizensiert anThe Medicines Company, die 2020 vonNovartis gekauft wurden.

Diese rasante Entwicklung kann zum einen auf das Potenzial der RNA-Interferenz als therapeutische Methode und andererseits auf die jahrelange Erfahrung mitAntisense-Oligonukleotiden undRibozymen in der klinischen Entwicklung zurückgeführt werden.^[4] Am weitesten fortgeschritten war die Entwicklung vonBevasiranib, einer gegen denVascular Endothelial Growth Factor (VEGF) gerichteten siRNA, die zur Behandlung der altersbedingtenMakuladegeneration eingesetzt werden sollte, jedoch in einer klinischen Studie der Phase III scheiterte. Kurz nach diesem Rückschlag stellten mehrere großepharmazeutische Unternehmen, darunterHoffmann-La Roche, ihre auf siRNA basierenden Entwicklungsprogramme ein.^[25] Ungeachtet dessen befinden sich weitere RNA-Interferenz-basierte Therapeutika, wie die gegen denVEGF-Rezeptor-1 gerichteteSirna-027 und die gegen das GenRTP801 gerichtetePF-655 zur Behandlung der altersbedingten Makuladegeneration sowie die gegen ein viralesNukleokapsid gerichteteALN-RSV01 zur Behandlung vonRespiratory-Syncytial-Virus-Infektionen, derzeit mindestens in Phase II der klinischen Erprobung.^[26]

Auch zelleigene interferierende RNAs stellen potenzielle Ziele für die pharmazeutische Entwicklung dar. SogenannteAntagomire, welche zelleigene miRNAs über Antisense-Mechanismen blockieren, befinden sich in der präklinischen Entwicklung.^[27][28]

ImPflanzenschutz erhofft man sich von der RNA-Interferenz die Entwicklung Spezies-spezifischer Wirkstoffe.^[29]

2023 kam erstmals eine gentechnisch veränderte Nutzpflanze,SmartStax Pro, die auf RNA-Basis wirkt, auf den Markt.^[30] Die von derBayer AG gegen denWestlichen Maiswurzelbohrer entwickelte Pflanze produziert dsRNA, die die Expression vonDvSnf7 hemmt, einem Gen, das für den Transport von Proteinen durchZellmembranen essentiell ist.^[31] Die Sorte wurde bereits 2017 von derEnvironmental Protection Agency (EPA) zugelassen.

Seit Januar 2024 steht den Landwirten in den USA eine dsRNA (Lepondra) zur Verfügung, die gegen den Befall durchKartoffelkäfer wirkt. Kartoffelkäfer sind resistent gegen die bestehenden chemischenInsektizide und verursachen daher jährliche Schäden in Milliardenhöhe. Nach Zulassung durch die EPA wird die als Spray ausgebrachte RNA von der Firma GreenLight Biosciences unter dem NamenCalantha vermarktet.^[32] Die Zielsequenz vonCalantha ist diekatalytisch aktiveProteasom Untereinheit β5 des Kartoffelkäfers.^[33] Die dsRNA hemmt die Beseitigung von geschädigten Proteinen, was zur Anhäufung von Poly-ubiquitinierten Proteinen in Kartoffelkäferzellen führt.^[34] Das Zielgen ist einzigartig für den Schädling und seine nahen Verwandten, was Schäden an Bestäubern und anderen Arten verhindern soll. Die RNA wird von den Larven des Käfers durch Fraß an den zuvor engesprühten Blättern aufgenommen.

Bereits 2017 konnte gezeigt werden, dass dsRNA inKäfern via Nahrungsaufnahme wirksam werden kann.^[35] Dies gilt aber nicht für alle Insekten, so dass etwa bei Schädlingen aus der Familie derSchmetterlinge Substanzen entwickelt werden müssen, die die RNA vor der Passage derDarmschleimhaut schützen. Wie bei allen Pflanzenschutzmitteln, können sich auch beim RNAi-Mechanismus Resistenzen entwickeln.^[36]

Um das Jahr 1990 versuchte die Forschergruppe umJoseph Mol undRichard Jorgensen, die Blütenfärbung vonPetunien zu verstärken.^[37] Sie beabsichtigten, zusätzliche Kopien des GensDihydroflavonolreduktase in die Pflanzen einzubringen, und hofften dadurch die Produktion der Blütenfarbstoffe (aus der Gruppe derFlavonoide) anregen zu können. Das Gegenteil war jedoch der Fall. Zur Überraschung aller waren die meisten der genetisch veränderten Pflanzen weniger stark gefärbt als unbehandelte Pflanzen, einige sogar schneeweiß. Für dieses Phänomen wurde zunächst der Begriff „Cosuppression“ geprägt, da nicht nur die in die Pflanzen eingebrachten Gene, sondern auch das korrespondierende, natürlich in den Pflanzen vorkommende Gen der Dihydroflavonolreduktase kein bzw. nur wenig funktionelles Protein lieferte.

Weitere Arbeiten zeigten einige Jahre später, dass die Gene nicht nur auf der Ebene der Transkription abgeschaltet wurden, sondern dass zusätzlich die von ihnen produzierte mRNA in den Zellen schnell abgebaut wurde – ein Vorgang, derPost-Transcriptional Gene Silencing (PTGS) getauft wurde. Etwa zur gleichen Zeit wurden ähnliche Phänomene aus Pilzen (Neurospora crassa) unter dem NamenQuelling, ausAlgen und aus dem FadenwurmC. elegans beschrieben.

1998 schließlich war nach einer Reihe von Untersuchungen klar, dass diemRNA selbst maßgeblich an dem Phänomen des PTGS beteiligt ist. Fast gleichzeitig mit der vollständigenSequenzierung desGenoms vonC. elegans beschrieben Andrew Fire und Craig Mello 1998 die Technik der RNA-Interferenz (RNAi), bei der doppelsträngige RNA inC. elegans zu einem effizienten und spezifischen Gen-Knockdown führt.^[38] Hierfür wurde ihnen derNobelpreis für Physiologie oder Medizin des Jahres 2006 zuerkannt. Wie genau das Einbringen von doppelsträngiger RNA in den Organismus jedoch zum Abbau der Ziel-RNA führt, wurde erst klar, als 1999Andrew J. Hamilton undDavid C. Baulcombe kurze RNA-Moleküle mit einer Länge von etwa 25 Nukleotiden isolieren konnten, die in direktem Zusammenhang zu der regulierten RNA steht: die siRNA, die der RNAi ihre Spezifität verleiht, indem sie die Ziel-RNA über Basenpaarung binden.^[39]

Bei dem Versuch, die von Craig Mello und Andrew Fire verwendete Strategie aufWirbeltiere zu übertragen, traten jedoch in der Folgezeit erhebliche Probleme auf: Die verwendeten Zellen schienen die langen doppelsträngigen RNAs nicht zu tolerieren, und es kam zum programmierten Zelltod (Apoptose). Erst 2001 veröffentlichtenSayda Elbashir undThomas Tuschl einen Weg, wie dieses Problem umgangen werden kann. Sie verwendeten kurze doppelsträngige RNA mit je 21 Nukleotiden, die nicht zu einer Apoptose führen, aber funktionell für ein Gen-Silencing ausreichend sind.^[40]

Es wurde postuliert, dass interferierende RNA bei der Abwehr von RNA-Viren und bei der Regulation einiger mobiler genetischer Elemente (Transposone) eine Rolle spielen könnten. Daher versuchte man – motiviert durch die Tatsache, dass die RNA-Interferenz einen in Eukaryoten wohl universellen Prozess darstellt – interferierende RNA aus unbehandelten Zellen zu isolieren. So stieß man auf eine weitere Gruppe von kleinen RNA-Molekülen, diemiRNAs. Zwei dieser miRNAs,lin-4 undlet-7, waren bereits zuvor inC. elegans entdeckt und zunächst als stRNAs (small temporal RNAs) bezeichnet worden.

• Gene zum Schweigen gebracht – der faszinierende Mechanismus der RNA-Interferenz Ein Animations-Film auf demVideo-Kanal des VerlagesSpektrum der Wissenschaft, Veröffentlicht am 22. Juni 2012, abgerufen am 27. Oktober 2016
• Weitere Animationsvideos zum Thema beiYouTube.

• Jochen Graw:Genetik. Springer, Berlin; 5., vollständig überarbeitete Auflage 2010;ISBN 978-3-642-04998-9; S. 313ff.
• Jocelyn E. Krebs, Elliott S. Goldstein und Stephen T. Kilpatrick:Lewin's Genes X. Jones & Bartlett Pub (Ma); 10. Auflage 2010;ISBN 978-0-7637-6632-0; S. 861ff.
• Siomi H, Siomi MC:On the road to reading the RNA-interference code. In:Nature. 457. Jahrgang,Nr. 7228, Januar 2009,S. 396–404,doi:10.1038/nature07754,PMID 19158785. 
• Jinek M,Doudna JA:A three-dimensional view of the molecular machinery of RNA interference. In:Nature. 457. Jahrgang,Nr. 7228, Januar 2009,S. 405–412,doi:10.1038/nature07755,PMID 19158786. 

Commons: RNA-Interferenz – Sammlung von Bildern, Videos und Audiodateien

• miRBase: miRNA registry (englisch)
• RNA-Interferenz (RNAi) – eine junge bahnbrechende Entdeckung
• Fachliche Hintergrundinformationen der Nobelversammlung des Karolinska-Instituts (PDF, englisch; 1,2 MB)
• GenomeRNAi – a database for RNAi phenotypes and reagents

1. ↑^abCerutti H, Casas-Mollano JA:On the origin and functions of RNA-mediated silencing: from protists to man. In:Curr. Genet. 50. Jahrgang,Nr. 2, August 2006,S. 81–99,doi:10.1007/s00294-006-0078-x,PMID 16691418,PMC 2583075 (freier Volltext). 
2. ↑Kamath RS, Ahringer J:Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. In:Methods. 30. Jahrgang,Nr. 4, August 2003,S. 313–321,PMID 12828945. 
3. ↑^abHaasnoot J, Westerhout EM, Berkhout B:RNA interference against viruses: strike and counterstrike. In:Nat. Biotechnol. 25. Jahrgang,Nr. 12, Dezember 2007,S. 1435–1443,doi:10.1038/nbt1369,PMID 18066040. 
4. ↑^abcdKurreck J:RNA interference: from basic research to therapeutic applications. In:Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 48. Jahrgang,Nr. 8, 2009,S. 1378–1398,doi:10.1002/anie.200802092,PMID 19153977. 
5. ↑^abSontheimer EJ, Carthew RW:Silence from within: endogenous siRNAs and miRNAs. In:Cell. 122. Jahrgang,Nr. 1, Juli 2005,S. 9–12,doi:10.1016/j.cell.2005.06.030,PMID 16009127. 
6. ↑Siomi H, Siomi MC:On the road to reading the RNA-interference code. In:Nature. 457. Jahrgang,Nr. 7228, Januar 2009,S. 396–404,doi:10.1038/nature07754,PMID 19158785. 
7. ↑Jochen Graw:Genetik. Springer, Berlin; 5., vollständig überarbeitete Auflage 2010;ISBN 978-3-642-04998-9; S. 317.
8. ↑Aravin AA, Hannon GJ, Brennecke J:The Piwi-piRNA pathway provides an adaptive defense in the transposon arms race. In:Science. 318. Jahrgang,Nr. 5851, November 2007,S. 761–764,doi:10.1126/science.1146484,PMID 17975059. 
9. ↑Ruby JG, Jan C, Player C,et al.:Large-scale sequencing reveals 21U-RNAs and additional microRNAs and endogenous siRNAs in C. elegans. In:Cell. 127. Jahrgang,Nr. 6, Dezember 2006,S. 1193–1207,doi:10.1016/j.cell.2006.10.040,PMID 17174894. 
10. ↑Liu J, Carmell MA, Rivas FV,et al.:Argonaute2 is the catalytic engine of mammalian RNAi. In:Science. 305. Jahrgang,Nr. 5689, September 2004,S. 1437–1441,doi:10.1126/science.1102513,PMID 15284456. 
11. ↑Pratt AJ, MacRae IJ:The RNA-induced silencing complex: a versatile gene-silencing machine. In:J. Biol. Chem. 284. Jahrgang,Nr. 27, Juli 2009,S. 17897–178901,doi:10.1074/jbc.R900012200,PMID 19342379,PMC 2709356 (freier Volltext). 
12. ↑Lewis BP, Burge CB, Bartel DP:Conserved seed pairing, often flanked by adenosines, indicates that thousands of human genes are microRNA targets. In:Cell. 120. Jahrgang,Nr. 1, Januar 2005,S. 15–20,doi:10.1016/j.cell.2004.12.035,PMID 15652477. 
13. ↑Iwasaki S, Kawamata T, Tomari Y:Drosophila argonaute1 and argonaute2 employ distinct mechanisms for translational repression. In:Mol. Cell. 34. Jahrgang,Nr. 1, April 2009,S. 58–67,doi:10.1016/j.molcel.2009.02.010,PMID 19268617. 
14. ↑Li LC, Okino ST, Zhao H,et al.:Small dsRNAs induce transcriptional activation in human cells. In:Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103. Jahrgang,Nr. 46, November 2006,S. 17337–42,doi:10.1073/pnas.0607015103,PMID 17085592,PMC 1859931 (freier Volltext). 
15. ↑Vasudevan S, Tong Y,Steitz JA:Switching from repression to activation: microRNAs can up-regulate translation. In:Science. 318. Jahrgang,Nr. 5858, Dezember 2007,S. 1931–4,doi:10.1126/science.1149460,PMID 18048652. 
16. ↑Krützfeldt J, Rajewsky N, Braich R,et al.:Silencing of microRNAs in vivo with 'antagomirs'. In:Nature. 438. Jahrgang,Nr. 7068, Dezember 2005,S. 685–689,doi:10.1038/nature04303. 
17. ↑FDA approves first-of-its kind targeted RNA-based therapy to treat a rare disease, PM FDA vom 10. August 2018, abgerufen am 30. März 2021
18. ↑EMA: Onpattro. European Medicines Agency, abgerufen am 30. März 2021 (englisch). 
19. ↑FDA approves first treatment for inherited rare disease. In: FDA. 20. November 2019, abgerufen am 30. März 2021. 
20. ↑K. Graefe:Erstes Medikament für seltene Erbkrankheit,Pharmazeutische Zeitung, vom 10. März 2020, abgerufen am 30. März 2021
21. ↑Givlaari, Website der EMA, abgerufen am 31. Juli 2024
22. ↑FDA Approves First Drug to Treat Rare Metabolic Disorder, PM FDA vom 23. November 2020, abgerufen am 31. März 2021
23. ↑Oxlumo, Website der EMA, abgerufen am 31. März 2021
24. ↑Amvuttra, Website der EMA, abgerufen am 20. August 2024
25. ↑Ledford H:Drug giants turn their backs on RNA interference. In:Nature. 468. Jahrgang,Nr. 7323, November 2010,S. 487,doi:10.1038/468487a,PMID 21107398. 
26. ↑Tiemann K, Rossi JJ:RNAi-based therapeutics-current status, challenges and prospects. In:EMBO Mol Med. 1. Jahrgang,Nr. 3, Juni 2009,S. 142–151,doi:10.1002/emmm.200900023,PMID 20049714. 
27. ↑Alderton GK:Therapy: A big step for targeting RNAs. In:Nature Reviews Cancer. 10. Jahrgang, 2010,S. 313,doi:10.1038/nrc2848 (englisch). 
28. ↑Preethi, K. A., Lakshmanan, G., & Sekar, D.:Antagomir Technology in the Treatment of Different Types of Cancer. In:Epigenomics. 13. Jahrgang, 2021,S. 481–484,doi:10.2217/epi-2020-0439 (englisch). 
29. ↑Subba Reddy Palli:RNAi turns 25:contributions and challenges in insect science. In:Frontiers in Insect Science.Band 3, 4. Oktober 2023,ISSN 2673-8600,doi:10.3389/finsc.2023.1209478 (frontiersin.org [abgerufen am 24. Januar 2025]). 
30. ↑The perfect pesticide? RNA kills crop-destroying beetles with unprecedented accuracy. Abgerufen am 24. Januar 2025 (englisch). 
31. ↑Graham P Head, Matthew W Carroll, Sean P Evans, Dwain M Rule, Alan R Willse, Thomas L Clark, Nicholas P Storer, Ronald D Flannagan, Luke W Samuel, Lance J Meinke:Evaluation of SmartStax and SmartStax PRO maize against western corn rootworm and northern corn rootworm: efficacy and resistance management. In:Pest Management Science.Band 73,Nr. 9, September 2017,ISSN 1526-498X,S. 1883–1899,doi:10.1002/ps.4554 (wiley.com [abgerufen am 24. Januar 2025]). 
32. ↑The perfect pesticide? RNA kills crop-destroying beetles with unprecedented accuracy. Abgerufen am 24. Januar 2025 (englisch). 
33. ↑Thais B. Rodrigues, Sambit K. Mishra, Krishnakumar Sridharan, Ethann R. Barnes, Andrei Alyokhin, Rich Tuttle, Wimalanathan Kokulapalan, David Garby, Nicholas J. Skizim, Yu-wen Tang, Brian Manley, Lorenzo Aulisa, Ronald D. Flannagan, Carole Cobb, Kenneth E. Narva:First Sprayable Double-Stranded RNA-Based Biopesticide Product Targets Proteasome Subunit Beta Type-5 in Colorado Potato Beetle (Leptinotarsa decemlineata). In:Frontiers in Plant Science.Band 12, 18. November 2021,ISSN 1664-462X,doi:10.3389/fpls.2021.728652 (frontiersin.org [abgerufen am 23. Januar 2025]). 
34. ↑Samuel Pallis, Andrei Alyokhin, Brian Manley, Thais Rodrigues, Ethann Barnes, Kenneth Narva:Effects of Low Doses of a Novel dsRNA-based Biopesticide (Calantha) on the Colorado Potato Beetle. In:Journal of Economic Entomology.Band 116,Nr. 2, 24. April 2023,ISSN 0022-0493,S. 456–461,doi:10.1093/jee/toad034 (oup.com [abgerufen am 23. Januar 2025]). 
35. ↑James A Baum, Thierry Bogaert, William Clinton, Gregory R Heck, Pascale Feldmann, Oliver Ilagan, Scott Johnson, Geert Plaetinck, Tichafa Munyikwa, Michael Pleau, Ty Vaughn, James Roberts:Control of coleopteran insect pests through RNA interference. In:Nature Biotechnology.Band 25,Nr. 11, November 2007,ISSN 1087-0156,S. 1322–1326,doi:10.1038/nbt1359 (nature.com [abgerufen am 24. Januar 2025]). 
36. ↑Chitvan Khajuria, Sergey Ivashuta, Elizabeth Wiggins, Lex Flagel, William Moar, Michael Pleau, Kaylee Miller, Yuanji Zhang, Parthasarathy Ramaseshadri, Changjian Jiang, Tracey Hodge, Peter Jensen, Mao Chen, Anilkumar Gowda, Brian McNulty, Cara Vazquez, Renata Bolognesi, Jeffrey Haas, Graham Head, Thomas Clark:Development and characterization of the first dsRNA-resistant insect population from western corn rootworm, Diabrotica virgifera virgifera LeConte. In:PLOS ONE.Band 13,Nr. 5, 14. Mai 2018,ISSN 1932-6203,S. e0197059,doi:10.1371/journal.pone.0197059,PMID 29758046,PMC 5951553 (freier Volltext) – (plos.org [abgerufen am 24. Januar 2025]). 
37. ↑Napoli C, Lemieux C, Jorgensen R:Introduction of a chalcone synthase gene into Petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in trans. In:Plant Cell. 2. Jahrgang,Nr. 4, 1990,S. 279–289,PMID 12354959,PMC 159885 (freier Volltext). 
38. ↑Fire A., Xu S., Montgomery M.K., Kostas S.A., Driver S.E., Mello C.C.:Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. In:Nature. 391. Jahrgang, 1998,S. 806–811,PMID 9486653 (nature.com [PDF]). 
39. ↑Hamilton A.J., Baulcombe D.C.:A species of small antisense RNA in posttranscriptional gene silencing in plants. In:Science. 286. Jahrgang,Nr. 5441, 1999,S. 950–952,PMID 10542148. 
40. ↑Elbashir S.M., Harborth J., Lendeckel W., Yalcin A., Weber K., Tuschl T.:Duplexes of 21-nucleotide RNAs mediate RNA interference in cultured mammalian cells. In:Nature. 411. Jahrgang, 2001,S. 494–498,PMID 11373684. 

• Biologischer Prozess
• RNA
• RNAi
• Resistenzfaktor

• Wikipedia:Vorlagenfehler/Vorlage:Cite journal/temporär