DNA ist eine Weiterleitung auf diesen Artikel. Weitere Bedeutungen sind unterDNA (Begriffsklärung) aufgeführt.
DNA-Helix in B-Konformation (Strukturmodell): DieStickstoff (blau) enthaltendenNukleinbasen liegen waagrecht zwischen zwei Rückgratsträngen, welche sehr reich anSauerstoff (rot) sind.Kohlenstoff ist grün dargestellt.
Desoxyribonukleinsäure (anhörenⓘ/?), meist kurz alsDNA (Abkürzung fürenglischdeoxyribonucleic acid), seltener auch alsDNS abgekürzt, ist eine aus unterschiedlichenDesoxyribonukleotiden aufgebauteNukleinsäure. Sie trägt dieErbinformation bei allen Lebewesen und denDNA-Viren. Das langkettigePolynukleotid enthält in Abschnitten vonGenen besondere Abfolgen seinerNukleotide. Diese DNA-Abschnitte dienen alsMatrizen für den Aufbau entsprechenderRibonukleinsäuren (RNA), wenn genetische Information von DNA in RNA umgeschrieben wird (sieheTranskription). Die hierbei an der DNA-Vorlage aufgebauten RNA-Stränge erfüllen unterschiedliche Aufgaben; sie sind alsrRNA (englischribosomal RNA), alstRNA (englischtransfer RNA) und alsmRNA (englischmessenger RNA) an derBiosynthese vonProteinen beteiligt (sieheProteinbiosynthese). Im Falle einermessenger- oder Boten-RNA (mRNA) stellt die Abfolge vonNukleinbasen die Bauanleitung für ein Protein dar.
Die Grundbausteine von DNA-Strängen sind vier verschiedene Nukleotide, die jeweils aus einemPhosphatrest, dem ZuckerDesoxyribose sowie einer von vier Nukleinbasen (Adenin,Thymin,Guanin undCytosin; oft mit A, T, G und C abgekürzt) bestehen. Die Abfolge von Basen (Nukleotidsequenz) in bestimmten DNA-Strangabschnitten enthält Information. Umgeschrieben in den Einzelstrang einer mRNA gibt deren Basensequenz bei der Proteinbiosynthese die Abfolge vonAminosäuren (Aminosäuresequenz) im zu bildenden Protein vor. Hierbei wird drei aufeinanderfolgenden Basen – je einemBasentriplett alsCodon – jeweils eine bestimmte Aminosäure zugeordnet und diese mit der vorigen verknüpft, sodass einPolypeptid entsteht. So werden an einemRibosom mithilfe vontRNA entsprechend demgenetischen Code Bereiche der Basensequenz in eine Aminosäurensequenz übersetzt (sieheTranslation).
DasGenom einerZelle liegt zumeist als DNA-Doppelstrang vor, bei dem die beidenbasenpaarend einander komplementären Stränge räumlich die Form einerDoppelhelix bilden (siehe Abbildung). Bei derReplikation werden sie entwunden und getrennt jeweils durch Basenpaarung wieder komplementär ergänzt, sodass anschließend zwei (nahezu) identische doppelsträngige DNA-Moleküle vorliegen. Fehler beim Replikationsvorgang sind eine Quelle vonMutationen, die nachKernteilung undZellteilung in entstandenen Zellen als Veränderung genetischer Information vorliegen und weitergegeben werden können.
Die BezeichnungDesoxyribonukleinsäure ist ein Wort, das sich aus mehreren Komponenten zusammensetzt:des (vondes-),oxy (erste beiden Sprechsilben vonOxygenium für Sauerstoff),ribo (erste beiden Silben vonRibose) – somitDesoxyribo (fürDesoxyribose) – undnukleinsäure (von Nuklein undSäure). Im deutschen Sprachgebrauch wird die Desoxyribonukleinsäure inzwischen überwiegend mit der englischen Abkürzung fürdeoxyribonucleic acid alsDNA bezeichnet, während die AbkürzungDNS nach dem Duden als „veraltend“[1] gilt.
1869 entdeckte der Schweizer ArztFriedrich Miescher in einemExtrakt ausEiter eine durch milde Säurebehandlung aus denZellkernen derLeukozyten[2] gewonnene Substanz, die erNuklein nannte. Miescher arbeitete damals im Labor vonFelix Hoppe-Seyler imTübinger Schloss.[3] 1892 (bzw. 1897 posthum, nachdem der zu Grunde liegende Brief veröffentlicht wurde) führte der „späte“ Miescher auf Basis seiner biochemischen Erkenntnisse hinsichtlich der Komplexität von Nukleinen und Proteinen als erster den Schrift- oder Code-Vergleich für den noch zu entdeckenden Träger der Erbinformation als Forschungshypothese in die Genetik ein.[4][5] 1889 isoliert der DeutscheRichard Altmann aus dem Nuklein Proteine und die Nukleinsäure.[6] Weitere Erkenntnisse zur Nukleinsäure gehen auf die Arbeiten vonAlbrecht Kossel (siehe „Die Entdeckung der Nukleinbasen“) zurück, für die er 1910 mit demNobelpreis für Physiologie oder Medizin ausgezeichnet wurde. Im Jahr 1885 teilte er mit, dass aus einer größeren Menge Rinder-Bauchspeicheldrüse eine stickstoffreiche Base mit der Summenformel C5H5N5 isoliert wurde, für die er, abgeleitet von dem griechischen Wort „aden“ für Drüse, den NamenAdenin vorschlug. 1891 konnte Kossel (nach Altmanns Verfahren) Hefe-Nukleinsäure herstellen und Adenin undGuanin als Spaltprodukte nachweisen. Es stellte sich heraus, dass auch ein Kohlenhydrat Bestandteil der Nukleinsäure sein musste. Kossel wählte für die basischen Substanzen Guanin und Adenin sowie seine Derivate den NamenNucleinbasen.
1893 berichtete Kossel, dass er aus den Thymusdrüsen des Kalbes Nukleinsäure gewonnen und ein gut kristallisiertes Spaltprodukt erhalten hatte, für das er den NamenThymin vorschlug. 1894 isolierte er aus den Thymusdrüsen eine weitere (basische) Substanz. Kossel gab ihr den NamenCytosin.
Nachdem am Ende des 19. Jahrhunderts – im Wesentlichen durch die SynthesenEmil Fischers – die Strukturformeln des Guanins und Adenins als Purinkörper und des Thymins als Pyrimidinkörper endgültig aufgeklärt worden waren, konnte Kossel mit Hermann Steudel (1871–1967) auch die Strukturformel der Nukleinbase Cytosin als Pyrimidinkörper zweifelsfrei ermitteln. Es hatte sich inzwischen erwiesen, dass Guanin, Adenin sowie Thymin und Cytosin in allen entwicklungsfähigen Zellen zu finden sind.
Die Erkenntnisse über diese vier Nukleinbasen sollten für die spätere Strukturaufklärung der DNA von wesentlicher Bedeutung sein. Es war Albrecht Kossel, der sie – zusammen mit einem Kohlenhydrat und der Phosphorsäure – eindeutig als Bausteine der Nukleinsäure charakterisierte:
„Es gelang mir, eine Reihe von Bruchstücken zu erhalten … welche durch eine ganz eigentümliche Ansammlung von Stickstoffatomen gekennzeichnet sind. Es sind hier nebeneinander … das Cytosin, das Thymin, das Adenin und das Guanin.“ (Nobelvortrag am 12. Dezember 1910).
Der aus Litauen stammende BiochemikerPhoebus Levene schlug eine kettenartige Struktur der Nukleinsäure vor, in welcher die Nukleotide durch die Phosphatreste zusammengefügt sind und sich wiederholen.[7] 1929 konnte er in Zusammenarbeit mit dem russischen Physiologen Efim London (1869–1932) den Zuckeranteil der „tierische Nukleinsäure“ alsDesoxyribose identifizieren (J. Biol. Chem.1929, 83. Seiten 793-802).[5a] Erst nachfolgend wurde sie als Desoxyribonukleinsäure bezeichnet. Es wurde erkannt, dass sie auch in pflanzlichen Zellkernen vorkommt.
Als wirksamer Bestandteil der Chromosomen bzw. des Kernchromatins wurde die DNA bereits 1932 von K. Voit undHartwig Kuhlenbeck angesehen.[8] 1937 publizierte William Astbury erstmalsRöntgenbeugungsmuster, die auf eine repetitive Struktur der DNA hinwiesen.[9]
1943 wiesOswald Avery nach, dass dieTransformation von Bakterien, das heißt die Weitergabe erblicher Information von einem Bakterien-Stamm auf einen anderen (heutehorizontaler Gentransfer genannt), auf der Übertragung von DNA beruht.[10] Dies widersprach der damals noch allgemein favorisierten Annahme, dass nicht die DNA, sondern Proteine die Träger der Erbinformation seien. Unterstützung in seiner Interpretation erhielt Avery 1952, alsAlfred Day Hershey undMartha Chase nachwiesen, dass DNA die Erbinformation desT2-Phagen enthält.[11]
Zu dieser Zeit war bereits ein erbitterter Wettlauf um die Struktur der DNA entbrannt, an dem sich neben anderen auchLinus Pauling amCalifornia Institute of Technology (Caltech) beteiligte. Watson und Crick waren eigentlich anderen Projekten zugeteilt worden und besaßen kein bedeutendes Fachwissen inChemie. Sie bauten ihre Überlegungen auf den Forschungsergebnissen der anderen Wissenschaftler auf. Watson sagte, erwolle das Erbgut entschlüsseln, ohne Chemie lernen zu müssen. In einem Gespräch mit dem renommierten Chemiker und Ersteller derChargaff-Regeln,Erwin Chargaff, vergaß Crick wichtige Molekülstrukturen, und Watson machte im selben Gespräch unpassende Anmerkungen, die seine Unkenntnis auf dem Gebiet der Chemie verrieten. Chargaff nannte die jungen Kollegen im Anschluss „wissenschaftliche Clowns“.[15]
Watson besuchte Ende 1952 amKing’s College in LondonMaurice Wilkins, der ihmDNA-Röntgenaufnahmen vonRosalind Franklin zeigte. Das geschah ohne Wissen und gegen den Willen von R. Franklin.[16][17] Watson sah sofort, dass es sich bei dem Molekül um eineDoppel-Helix handeln musste; Franklin hatte dies natürlich ebenfalls erkannt und eine mathematische Analyse der Beugungsdaten durchgeführt. Auch der Bericht mit den Berechnungsergebnissen von Franklins Analyse wurde heimlich an Watson und Crick weitergegeben. Damit gelang es Watson und Crick in kürzester Zeit, die Molekularstruktur amCavendish-Laboratorium derUniversität von Cambridge korrekt herzuleiten. IhrDoppelhelix-Modell der DNA mit den Basenpaaren in der Mitte wurde am 25. April 1953 in der ZeitschriftNature publiziert.[18]
Diese denkwürdige Veröffentlichung enthält gegen Ende den Satz „It has not escaped our notice that the specific pairing we have postulated immediately suggests a possible copying mechanism for the genetic material“. („Es ist unserer Aufmerksamkeit nicht entgangen, dass die spezifische Paarung, die wir als gegeben voraussetzen, unmittelbar auf einen möglichen Vervielfältigungsmechanismus für das genetische Material schließen lässt.“)
„Für ihre Entdeckungen über die Molekularstruktur der Nukleinsäuren und ihre Bedeutung für die Informationsübertragung in lebender Substanz“ erhielten Watson und Crick zusammen mit Maurice Wilkins 1962 denNobelpreis für Medizin.[19]Rosalind Franklin, derenRöntgenbeugungsdiagramme wesentlich zur Entschlüsselung der DNA-Struktur beigetragen hatten, war zu diesem Zeitpunkt bereits verstorben und konnte daher nicht mehr nominiert werden. Ihr Anteil an der Entdeckung wurde vomNobelkomitee nicht erwähnt.
Die Desoxyribonukleinsäure ist ein langes Kettenmolekül (Polymer) aus vielen Bausteinen, die manDesoxyribonukleotide oder kurzNukleotide nennt. Jedes Nukleotid hat drei Bestandteile:Phosphorsäure bzw. Phosphat, denZuckerDesoxyribose sowie eineheterozyklischeNukleobase oder kurz Base. Die Desoxyribose- und Phosphorsäure-Untereinheiten sind bei jedem Nukleotid gleich. Sie bilden das Rückgrat des Moleküls. Einheiten aus Base und Zucker (ohne Phosphat) werden alsNukleoside bezeichnet.
DiePhosphatreste sind aufgrund ihrer negativen Ladunghydrophil, sie geben DNA in wässriger Lösung insgesamt eine negative Ladung. Da diese negativ geladene, in Wasser gelöste DNA keine weiterenProtonen abgeben kann, handelt es sich streng genommen nicht (mehr) um eine Säure. Der Begriff Desoxyribonukleinsäure bezieht sich auf einen ungeladenen Zustand, in dem Protonen an die Phosphatreste angelagert sind.
Bei derBase kann es sich um einPurin, nämlichAdenin (A) oderGuanin (G), oder um einPyrimidin, nämlichThymin (T) oderCytosin (C), handeln. Da sich die vier verschiedenen Nukleotide nur durch ihre Base unterscheiden, werden die Abkürzungen A, G, T und C auch für die entsprechenden Nukleotide verwendet.
Die fünfKohlenstoffatome einerDesoxyribose sind von 1' (sprichEins Strich) bis 5' nummeriert. Am 1'-Ende dieses Zuckers ist die Base gebunden. Am 5'-Ende hängt der Phosphatrest. Genau genommen handelt es sich bei der Desoxyribose um die 2-Desoxyribose; der Name kommt daher, dass im Vergleich zu einemRibose-Molekül eine alkoholischeHydroxygruppe (OH-Gruppe) an der 2'-Position fehlt (d. h. durch einWasserstoffatom ersetzt wurde).
An der 3'-Position ist eine OH-Gruppe vorhanden, welche die Desoxyribose über eine sogenannte Phosphodiester-Bindung mit dem 5'-Kohlenstoffatom des Zuckers des nächsten Nukleotids verknüpft (siehe Abbildung). Dadurch besitzt jeder sogenannteEinzelstrang zwei verschiedene Enden: ein 5'- und ein 3'-Ende.DNA-Polymerasen, die in der belebten Welt die Synthese von DNA-Strängen durchführen, können neue Nukleotide nur an die OH-Gruppe am 3'-Ende anfügen, nicht aber am 5'-Ende. Der Einzelstrang wächst also immer von 5' nach 3' (siehe auch DNA-Replikation weiter unten). Dabei wird einNukleosidtriphosphat (mit drei Phosphatresten) als neuer Baustein angeliefert, von dem zwei Phosphate in Form vonPyrophosphat abgespalten werden. Der verbleibende Phosphatrest des jeweils neu hinzukommenden Nukleotids wird mit der OH-Gruppe am 3'-Ende des letzten im Strang vorhandenen Nukleotids unter Wasserabspaltung verbunden. Die Abfolge der Basen im Strang codiert die genetische Information.
A-, B- und Z-DNA: Strukturmodelle mit jeweils 12 Basenpaaren (v. l. n. r.)Ausschnitt von 20 Basenpaaren aus der DNA-Doppelhelix (Strukturmodell der rechtsdrehenden B-Form)Ausschnitt eines DNA-Moleküls: Das hier verwendeteKalottenmodell stellt besser die Belegung des Raumvolumens dar und vermeidet den Eindruck, dass zwischen den Atomen noch viel Platz sei. Allerdings werden Bindungen zwischen den Atomen schlechter dargestellt.
DNA kommt normalerweise als schraubenförmige Doppelhelix in einerKonformation vor, dieB-DNA genannt wird. Zwei der oben beschriebenen Einzelstränge sind dabei aneinandergelagert, und zwar in entgegengesetzter Richtung: An jedem Ende der Doppelhelix hat einer der beiden Einzelstränge sein 3'-Ende, der andere sein 5'-Ende. Durch die Aneinanderlagerung stehen sich in der Mitte der Doppelhelix immer zwei bestimmte Basen gegenüber, sie sind „gepaart“. Die Doppelhelix wird hauptsächlich durch Stapelwechselwirkungen zwischen aufeinanderfolgenden Basen desselben Stranges stabilisiert (und nicht, wie oft behauptet, durchWasserstoffbrückenbindungen zwischen den Strängen).
Es paaren sich immer Adenin und Thymin, die dabei zwei Wasserstoffbrücken ausbilden, oder Cytosin mit Guanin, die über drei Wasserstoffbrücken miteinander verbunden sind. Eine Brückenbildung erfolgt zwischen den Molekülpositionen 1═1 sowie 6═6, bei Guanin-Cytosin-Paarungen zusätzlich zwischen 2═2. Da sich immer die gleichen Basen paaren, lässt sich aus der Sequenz der Basen in einem Strang die des anderen Strangs ableiten, die Sequenzen sindkomplementär (siehe auch:Basenpaar). Dabei sind die Wasserstoffbrücken fast ausschließlich für die Spezifität der Paarung verantwortlich, nicht aber für die Stabilität der Doppelhelix.
Da stets ein Purin mit einem Pyrimidin kombiniert wird, ist der Abstand zwischen den Strängen überall gleich, es entsteht eine regelmäßige Struktur. Die ganze Helix hat einen Durchmesser von ungefähr 2 nm und windet sich mit jedem Zuckermolekül um 0,34 nm weiter.
Die Ebenen der Zuckermoleküle stehen in einem Winkel von 36° zueinander, und eine vollständige Drehung wird folglich nach 10 Basen (360°) und 3,4 nm erreicht. DNA-Moleküle können sehr groß werden. Beispielsweise enthält das größte menschliche Chromosom 247 Millionen Basenpaare.[20]
DNA Structure Key Labelled NoBB
Beim Umeinanderwinden der beiden Einzelstränge verbleiben seitliche Lücken, sodass hier die Basen direkt an der Oberfläche liegen. Von diesenFurchen gibt es zwei, die sich um die Doppelhelix herumwinden (siehe Abbildungen und Animation am Artikelanfang). Die „große Furche“ ist 2,2 nm breit, die „kleine Furche“ nur 1,2 nm.[21]
Entsprechend sind die Basen in der großen Furche besser zugänglich. Proteine, die sequenzspezifisch an die DNA binden, wieTranskriptionsfaktoren, binden daher meist an der großen Furche.[22]
Auch manche DNA-Farbstoffe, wieDAPI, lagern sich an einer Furche an.
Die kumulierte Bindungsenergie zwischen den beiden Einzelsträngen hält diese zusammen.Kovalente Bindungen sind hier nicht vorhanden, die DNA-Doppelhelix besteht also nicht aus einem Molekül, sondern aus zweien. Dadurch können die beiden Stränge in biologischen Prozessen zeitweise getrennt werden.
Neben der eben beschriebenen B-DNA existieren auchA-DNA sowie eine 1979 von Alexander Rich und seinen Kollegen amMIT erstmals auch untersuchte, linkshändige, sogenannteZ-DNA. Diese tritt besonders in G-C-reichen Abschnitten auf. Erst 2005 wurde über eine Kristallstruktur berichtet, welche Z-DNA direkt in einer Verbindung mit B-DNA zeigt und so Hinweise auf eine biologische Aktivität von Z-DNA liefert.[23]Die folgende Tabelle und die daneben stehende Abbildung zeigen die Unterschiede der drei Formen im direkten Vergleich.
Strukturinformationen der drei DNA-Formen, die biologisch relevant sein könnten (B-DNA ist die in der belebten Natur häufigste Form)
a) rechtsgängige Doppelhelix b) linksgängige Doppelhelix
Die Stapel der Basenpaare (base stackings) liegen nicht wie Bücher exakt parallel aufeinander, sondern bilden Keile, die dieHelix in die eine oder andere Richtung neigen.Den größten Keil bilden Adenosine, die mit Thymidinen des anderen Stranges gepaart sind. Folglich bildet eine Serie von AT-Paaren einen Bogen in der Helix. Wenn solche Serien in kurzen Abständen aufeinander folgen, nimmt das DNA-Molekül eine gebogene bzw. eine gekrümmte Struktur an, welche stabil ist. Dies wird auch Sequenz-induzierte Beugung genannt, da die Beugung auch von Proteinen hervorgerufen werden kann (die sogenannte Protein-induzierte Beugung). Sequenzinduzierte Beugung findet man häufig an wichtigen Stellen im Genom.
Menschliche Chromosomen in später Metaphase der mitotischen Zellkernteilung: Jedes Chromosom zeigt zwei Chromatiden, die in der Anaphase getrennt und für zwei Zellkerne aufgeteilt werden.
Organisiert ist die DNA in dereukaryotischenZelle in Form von Chromatinfäden, genannt Chromosomen, die imZellkern liegen. Ein einzelnes Chromosom enthält von derAnaphase bis zum Beginn derS-Phaseeinen langen, durchgehenden DNA-Doppelstrang (in einemChromatid). Am Ende derS-Phase besteht das Chromosom auszwei identischen DNA-Fäden (in zwei Chromatiden).
Da ein solcher DNA-Faden mehrere Zentimeter lang sein kann, ein Zellkern aber nur wenige Mikrometer Durchmesser hat, muss die DNA zusätzlich komprimiert bzw. „gepackt“ werden. Dies geschieht bei Eukaryoten mit sogenannten Chromatinproteinen, von denen besonders die basischenHistone zu erwähnen sind. Sie bilden dieNukleosomen, um die die DNA auf der niedrigsten Verpackungsebene herumgewickelt wird. Während derKernteilung (Mitose) wird jedes Chromosom zu seiner maximal kompakten Form kondensiert. Dadurch können sie mit demLichtmikroskop besonders gut in derMetaphase identifiziert werden.
Inprokaryotischen Zellen liegt die doppelsträngige DNA in den bisher dokumentierten Fällen mehrheitlich nicht als lineare Stränge mit jeweils einem Anfang und einem Ende vor, sondern als zirkuläre Moleküle – jedes Molekül (d. h. jeder DNA-Strang) schließt sich mit seinem 3'- und seinem 5'-Ende zum Kreis. Diese zwei ringförmigen, geschlossenen DNA-Moleküle werden je nach Länge der Sequenz alsBakterienchromosom oderPlasmid bezeichnet. Sie befinden sich bei Bakterien auch nicht in einem Zellkern, sondern liegen frei im Plasma vor. Die Prokaryoten-DNA wird mit Hilfe vonEnzymen (zum BeispielTopoisomerasen undGyrasen) zu einfachen „Supercoils“ aufgewickelt, die einer geringelten Telefonschnur ähneln. Indem die Helices noch um sich selbst gedreht werden, sinkt der Platzbedarf für die Erbinformation. In den Bakterien sorgen Topoisomerasen dafür, dass durch ständiges Schneiden und Wiederverknüpfen der DNA der verdrillte Doppelstrang an einer gewünschten Stelle entwunden wird (Voraussetzung fürTranskription undReplikation).Viren enthalten je nach Typ als Erbinformation entweder DNA oder RNA. Sowohl bei den DNA- wie den RNA-Viren wird die Nukleinsäure durch eineProtein-Hülle geschützt.
Chemische und physikalische Eigenschaften der DNA-Doppelhelix
Die DNA ist bei neutralempH-Wert ein negativ geladenes Molekül, wobei die negativen Ladungen auf denPhosphaten im Rückgrat der Stränge sitzen. Zwar sind zwei der drei sauren OH-Gruppen der Phosphate mit den jeweils benachbarten Desoxyribosenverestert, die dritte ist jedoch noch vorhanden und gibt bei neutralem pH-Wert einProton ab, was die negative Ladung bewirkt. Diese Eigenschaft macht man sich bei derAgarose-Gelelektrophorese zu Nutze, um verschiedene DNA-Stränge nach ihrer Länge aufzutrennen. Einige physikalische Eigenschaften wie die freie Energie und der Schmelzpunkt der DNA hängen direkt mit demGC-Gehalt zusammen, sind also sequenzabhängig.
Für die Stabilität der Doppelhelix sind hauptsächlich zwei Faktoren verantwortlich: die Basenpaarung zwischen komplementären Basen sowie Stapelwechselwirkungen(stacking interactions) zwischen aufeinanderfolgenden Basen.
Anders als zunächst angenommen,[14] ist der Energiegewinn durch Wasserstoffbrückenbindungen vernachlässigbar, da die Basen mit dem umgebenden Wasser ähnlich gute Wasserstoffbrückenbindungen eingehen können. Die Wasserstoffbrücken eines GC-Basenpaares tragen nur minimal zur Stabilität der Doppelhelix bei, während diejenigen eines AT-Basenpaares sogar destabilisierend wirken.[24] Stapelwechselwirkungen hingegen wirken nur in der Doppelhelix zwischen aufeinanderfolgenden Basenpaaren: Zwischen den aromatischen Ringsystemen der heterozyklischen Basen entsteht eine dipol-induzierteDipol-Wechselwirkung, welche energetisch günstig ist. Somit ist die Bildung des ersten Basenpaares aufgrund des geringen Energiegewinnes und des-verlustes recht ungünstig, jedoch die Elongation (Verlängerung) der Helix ist energetisch günstig, da die Basenpaarstapelung unter Energiegewinn verläuft.[25]
Die Stapelwechselwirkungen sind jedoch sequenzabhängig und energetisch am günstigsten für gestapelte GC-GC, weniger günstig für gestapelte AT-AT. Die Unterschiede in den Stapelwechselwirkungen erklären hauptsächlich, warum GC-reiche DNA-Abschnittethermodynamisch stabiler sind als AT-reiche, während Wasserstoffbrückenbildung eine untergeordnete Rolle spielt.[24]
DerSchmelzpunkt der DNA ist die Temperatur, bei der die Bindungskräfte zwischen den beiden Einzelsträngen überwunden werden und diese sich voneinander trennen. Dies wird auch alsDenaturierung bezeichnet.
Solange die DNA in einem kooperativen Übergang denaturiert (der sich in einem enggefassten Temperaturbereich vollzieht), bezeichnet der Schmelzpunkt die Temperatur, bei der die Hälfte der Doppelstränge in Einzelstränge denaturiert ist. Von dieser Definition sind die korrekten Bezeichnungen „midpoint of transition temperature“ bzw. Mittelpunktstemperatur Tm abgeleitet.
Der Schmelzpunkt hängt von der jeweiligen Basensequenz in der Helix ab. Er steigt, wenn in ihr mehr GC-Basenpaare liegen, da diese entropisch günstiger sind als AT-Basenpaare. Das liegt nicht so sehr an der unterschiedlichen Zahl der Wasserstoffbrücken, welche die beiden Paare ausbilden, sondern viel mehr an den unterschiedlichen Stapelwechselwirkungen(stacking interactions). Die stacking-Energie zweier Basenpaare ist viel kleiner, wenn eines der beiden Paare ein AT-Basenpaar ist. GC-Stapel dagegen sind energetisch günstiger und stabilisieren die Doppelhelix stärker. Das Verhältnis der GC-Basenpaare zur Gesamtzahl aller Basenpaare wird durch denGC-Gehalt angegeben.
Da einzelsträngige DNA UV-Licht etwa 40 Prozent stärker absorbiert als doppelsträngige, lässt sich die Übergangstemperatur in einemPhotometer gut bestimmen.
Wenn die Temperatur der Lösung unter Tm zurückfällt, können sich die Einzelstränge wieder aneinanderlagern. Dieser Vorgang heißtRenaturierung oderHybridisierung. Das Wechselspiel von De- und Renaturierung wird bei vielen biotechnologischen Verfahren ausgenutzt, zum Beispiel bei derPolymerase-Kettenreaktion (PCR), beiSouthern Blots und derIn-situ-Hybridisierung.
EinPalindrom ist eine Folge von Nukleotiden, bei denen sich die beiden komplementären Stränge jeweils von rechts genauso lesen lassen wie von links.
Unter natürlichen Bedingungen (bei hoher Drehspannung der DNA) oder künstlich im Reagenzglas kann sich diese lineare Helix als Kreuzform (cruciform) herausbilden, indem zwei Zweige entstehen, die aus dem linearen Doppelstrang herausragen. Die Zweige stellen jeweils für sich eine Helix dar, allerdings bleiben am Ende eines Zweiges mindestens drei Nukleotide ungepaart. Beim Übergang von der Kreuzform in die lineare Helix bleibt die Basenpaarung wegen der Biegungsfähigkeit des Phosphodiester-Zucker-Rückgrates erhalten.
Die spontane Zusammenlagerung von komplementären Basen zu sog. Stamm-Schleifen-Strukturen wird häufig auch bei Einzelstrang-DNA oder -RNA beobachtet.
Gelegentlich werden in Viren undzellulären Organismen Abweichungen von den oben genannten vier kanonischen Basen (Standard-Basen) Adenin (A), Guanin (G), Thymin (T) und Cytosin (C) beobachtet; weitere Abweichungen können künstlich erzeugt werden.
Uracil (U) wird normalerweise nicht in der DNA gefunden, es tritt lediglich als Abbauprodukt von Cytosin auf. In mehrerenBakteriophagen (bakteriellenViren) wird Thymin jedoch durch Uracil ersetzt:[26][27]
Bacillus-subtilis-Bakteriophage PBS1 (Spezies Bacillus-Virus PBS1, wissenschaftlichTakahashivirus PBS1) und „PBS2“ (vorgeschlagene Spezies „Bacillus-Phage PBS2“)[28] – beide Spezies sind vomMorphotyp derMyoviren.
„Staphylococcus-Phage S6“ (aliasStaphylococcus aureus Bacteriophage 15, ebenfalls MorphotypMyovirien)
Uracil wird auch in der DNA vonEukaryoten wiePlasmodium falciparum (Apicomplexa) gefunden. Es ist dort in relativ geringen Mengen vorhanden (7–10 Uracileinheiten pro Million Basen).[30]
5-Dihydroxypentauracil (DHPU, mitNukleotid 5-dihydroxypentyl-dUMP, DHPdUMP) wurde als Ersatz für Thymidin im Bacillus-Phagen SP15 (auch SP-15, SpeziesThornevirus SP15, Morphotyp Myoviren)[32][35] beschrieben.[33][36][37][38]
2,6-Diaminopurin (alias 2-Aminoadenin, Base D oder X, DAP): 1976 wurde festgestellt, dass der „Cyanobacteria-Phage S-2L“ („Cyanophage S-2L“, informelle Gattung „Cyanostylovirus“, evtl. Familie „Cyanostyloviridae“ oder „Styloviridae“, Morphotyp Siphoviren),[47][48][49][50][51][52] dessen Wirte Spezies der GattungSynechocystis sind, alleAdenosinbasen in seinem Genom durch 2,6-Diaminopurin ersetzt.[53][38] Drei weitere Untersuchungen folgten im Jahr 2021, eine Zusammenfassung findet sich auf sciencealert (Mai 2021).[54] Ähnliches gilt für „Acinetobacter-Phage SH-Ab 15497“ (en. „Acinetobacter phage SH-Ab 15497“),[55] ebenfalls Morphotyp Siphoviren, und weitere Vertreter dieses Morphotyps sowie dem derPodoviren.[56]
Wie 2016 herausgefunden wurde, ist 2'-Desoxyarchaeosin (dG+) im Genom mehrerer Bakterien und imEscherichia-Phagen 9g (alias Enterobacteria-Phage 9g, Spezies Escherichia-Virus 9g, wiss.Nonagvirus nv9g, UnterfamilieQueuovirinae, Morphotyp Siphoviren) vorhanden.[57][58]
In natürlicher DNA kommen auch modifizierte Basen vor. Insbesondere werdenMethylierungen der kanonischen Basen im Rahmen derEpigenetik untersucht:
Zunächst wurde im Jahr 19255-Methylcytosin (m5C) im Genom vonMycobacterium tuberculosis gefunden.[59] Im Genom desXanthomonas oryzae-Bakteriophagen Xp12 (Xanthomonas phage Xp12), GattungBosavirus, FamilieMesyanzhinovviridae, MorphotypSiphoviren)[60] und des Halovirus ΦH (Spezies Halobacterium-Virus phiH, wiss.Myohalovirus phiH, FamilieVertoviridae, Morphotyp Myoviren) ist das gesamte Cystosin-Kontingent durch 5-Methylcytosin ersetzt.[61][62]
N6-Carbamoylmethyladenin wurde 1975 in den Bakteriophagen Mu (Spezies Escherichia-Virus Mu, wiss.Muvirus mu, mit Enterobacteria-Phage Mu, Morphotyp Myovirien) und Lambda-Mu[65][66] beschrieben.[67]
7-Methylguanin (m7G) wurde 1976 im Phagen DDVI („Enterobacteria phage DdVI“ alias „DdV1“, GattungTequatrovirus, früherT4virus) vonShigella disenteriae beschrieben.[68]
N4-Methylcytosin (m4C) in DNA wurde 1983 beschrieben (inBacillus centrosporus).[69]
α-Putrescinylthymin (Alpha-Putrescinylthymin, putT) und α-Glutamylthymidin (Alpha-Glutamylthymidin) kommt im Genom sowohl desDelftia-Phagen ΦW-14 (Phi W-14, Spezies ‚Dellftia virus PhiW14‘, GattungIonavirus, FamilieMyovriridae)[71] als auch desBacillus-Phagen SP10 (Spezies„Bacillus phage SP-10“, FamilieHerelleviridae, Morphotyp Siphoviren) vor.[72][73]
Die Funktion dieser nicht-kanonischen Basen in der DNA ist nicht bekannt. Sie wirken zumindest teilweise als molekulares Immunsystem und helfen, die Bakterien vor einer Infektion durch Viren zu schützen.
Nicht-Standard und modifizierte Basen bei Mikroben sind aber noch nicht alles:
Es wurde auch über vier Modifikationen der Cytosinreste in humaner DNA berichtet.[75] Diese Modifikationen bestehen aus dem Zusatz folgender Gruppen:
Im Labor wurde DNA (und auch RNA) mit weiteren künstlichen Basen versehen. Ziel ist es meist, damit unnatürliche Basenpaarungen (englischunnatural base pairs, UBP) zu erzeugen:[77]
Im Jahr 2004 wurde DNA erzeugt, die statt der vier Standardnukleobasen (A, T, G und C) ein erweitertes Alphabet mit sechs Nukleobasen (A, T, G, C, dP und dZ) enthielt. Dabei steht bei diesen zwei neuen Basen dP für2-Amino-8-(1′-β-D-2′-desoxyribofuranosyl)-imidazo[1,2-a]-1,3,5-triazin-4(8H)-on und dZ für 6-Amino-5-nitro-3-(1′-β-D-2′-desoxyribofuranosyl)-2(1H)-pyridon.[78][79][80]
Im Jahr 2006 wurden erstmals eine DNA mit um eineBenzolgruppe bzw. eineNaphthylgruppe erweiterten Basen untersucht (je nach Stellung der Erweiterungsgruppen entwederxDNA bzw. xxDNA oder yDNA bzw. yyDNA genannt).[81]
Yorke Zhanget al. berichteten zur Jahreswende 2016/2017 über halbsynthetische Organismen mit einer DNA, die um die Basen X (alias NaM) und Y' (alias TPT3) bzw. die (Desoxyribo-)Nukleotide dX (dNaM) und dY' (dTPT3) erweitert wurde, die miteinander paaren. Vorausgegangen waren Versuche mit Paarungen auf Basis der Basen X und Y (alias 5SICS), d. h. der Nukleotiden dX und dY (alias d5SICS).[82][83] Weitere Basen, die mit 5SICS paaren können, sind FEMO und MMO2.[84]
Anfang 2019 wurde über DNA und RNA mit jeweils acht Basen (vier natürliche und vier synthetische) berichtet, die sich alle paarweise einander zuordnen (Hachimoji-DNA).[85][86]
DNA tritt in Lebewesen alsD-DNA auf;L-DNA alsEnantiomer (Spiegelmer) kann allerdings synthetisiert werden (gleiches gilt analog für RNA).L-DNA wird langsamer von Enzymen abgebaut als die natürliche Form, was sie für diePharmaforschung interessant macht.[87][88]
Ribosomale DNA in Transkription: Die Länge neu synthetisierter rRNA-Moleküle wächst vomAnfang zumEnde einer Transkriptionseinheit (Elektronenmikroskopische Aufnahme, 40.000-fache Vergrößerung)
DNA-Moleküle spielen als Informationsträger und „Andockstelle“ eine wichtige Rolle für Enzyme, die für dieTranskription zuständig sind. Weiterhin ist die Information bestimmter DNA-Abschnitte, wie sie etwa in operativen Einheiten wie demOperon vorliegt, wichtig für Regulationsprozesse innerhalb der Zelle.
Bestimmte Abschnitte der DNA, die sogenanntenGene, codieren genetische Informationen, die Aufbau und Organisation des Organismus beeinflussen. Gene enthalten „Baupläne“ für Proteine oder Moleküle, die bei der Proteinsynthese oder derRegulation des Stoffwechsels einer Zelle beteiligt sind. Die Reihenfolge der Basen bestimmt dabei die genetische Information. DieseBasensequenz kann mittelsSequenzierung zum Beispiel über dieSanger-Methode ermittelt werden.
Die Basenabfolge (Basensequenz) eines Genabschnitts der DNA wird zunächst durch dieTranskription in die komplementäre Basensequenz eines sogenanntenRibonukleinsäure-Moleküls überschrieben (abgekürzt RNA). RNA enthält im Unterschied zu DNA den ZuckerRibose anstelle von Desoxyribose und die BaseUracil anstelle von Thymin, der Informationsgehalt ist aber derselbe. Für die Proteinsynthese werden sogenanntemRNAs verwendet, einsträngige RNA-Moleküle, die aus dem Zellkern insCytoplasma hinaustransportiert werden, wo die Proteinsynthese stattfindet (sieheProteinbiosynthese).
Nach der sog. „Ein-Gen-Ein-Protein-Hypothese“ wird von einem codierenden Abschnitt auf der DNA die Sequenz jeweils eines Proteinmoleküls abgelesen. Es gibt aber Regionen der DNA, die durch Verwendung unterschiedlicherLeseraster bei der Transkription jeweils mehrere Proteine codieren. Außerdem können durchalternatives Spleißen (nachträgliches Schneiden der mRNA) verschiedene Isoformen eines Proteins hergestellt werden.
Neben der codierenden DNA (den Genen) gibt esnichtcodierende DNA, die etwa beim Menschen über 90 Prozent der gesamten DNA einer Zelle ausmacht.
DieSpeicherkapazität der DNA ist extrem hoch und konnte bisher nicht technisch nachgebildet werden. Die in einemTeelöffel getrockneter DNA enthaltene Information entspricht einer Größenordnung von einer BillionCompact Discs zu je 650Megabyte.[89]
Die Doppelhelix wird durch dieHelikase und dieTopoisomerase geöffnet. Für den Start setzt diePrimase jeweils einen Primer, an dem eineDNA-Polymerase mit der Synthese beginnt und den vorliegenden Einzelstrang durch Aufbau eines neuen komplementären Strangs zum Doppelstrang ergänzt. Während beimLeitstrang die Synthese kontinuierlich an einem Stück verläuft, werden beimFolgestrang zunächst mehrere Stücke aufgebaut, einzelneOkazaki-Fragmente, die anschließend von einerDNA-Ligase zusammengefügt werden.
Die DNA kann sich nach demsemikonservativen Prinzip mit Hilfe vonEnzymen selbst verdoppeln (replizieren), sodass aus einem Doppelstrang zwei identische Doppelstränge werden. Die vorliegende doppelsträngige Helix muss dafür durch das EnzymHelikase aufgetrennt werden, nachdem sie von derTopoisomerase entspiralisiert wurde. Die entstehenden beiden Einzelstränge dienen jeweils alsMatrize für die zwei zu synthetisierenden komplementären Gegenstränge. An die vorliegenden Einzelstränge können sich inBasenpaarung passende Nukleotide anlagern.
Die eigentliche DNA-Synthese, d. h. die Bindung der zu verknüpfenden Nukleotide, wird durch Enzyme aus der Gruppe derDNA-Polymerasen vollzogen. Ein zu verknüpfendes Nukleotid muss in derTriphosphat-Verbindung – also als Desoxyribonukleosidtriphosphat – vorliegen. Durch Abspaltung zweier Phosphatteile wird die für den Bindungsvorgang benötigte Energie frei.
Das Enzym Helikase trennt den entwundenen Doppelstrang auf und bildet so eineReplikationsgabel, zwei auseinander laufende DNA-Einzelstränge. In diesem Bereich markiert einRNA-Primer, gebildet mit dem EnzymPrimase, den Startpunkt der DNA-Neusynthese. An dieses RNA-Molekül hängt die DNA-Polymerase nacheinander Nukleotide, die denen der DNA-Einzelstränge komplementär entsprechen.
Die Verknüpfung von Nukleotiden zu einem DNA-Strang kann immer nur in5'→3'-Richtung erfolgen. Entlang der Matrize desLeitstrangs, an dem alten3'→5'-Strang, ist dies unterbrechungsfrei in Richtung der sich immer weiter öffnenden Replikationsgabel möglich.
Die Synthese entlang der Matrize desFolgestrangs, an dem alten 5'→3'-Strang, kann dagegen nicht kontinuierlich auf die Replikationsgabel zu verlaufen, sondern nur von dieser weg. Dabei ist der alte Doppelstrang zu Beginn der Replikation nur ein Stück weit geöffnet, sodass in Gegenrichtung nur ein kurzes Stück des neuen komplementären DNA-Strangs entstehen kann. Daher wird der komplementäre Strang stückweise synthetisiert, wobei die DNA-Polymerase jeweils nur etwa hundert bis tausend Nukleotide verknüpft. Hat sich die Replikationsgabel etwas weiter geöffnet, so wird ein neuer RNA-Primer an der Gabelung gebildet, der die DNA-Polymerase für das nächste Strangstück initiiert.
Bei der Synthese des neuen 3'→5'-Strangs wird deshalb pro DNA-Syntheseeinheit jeweils ein neuer RNA-Primer benötigt. Primer und zugehöriges DNA-Strangstück bezeichnet man alsOkazaki-Fragment. Die einzelnen RNA-Primer werden anschließend wieder abgebaut. Die dadurch entstehenden Lücken im neuen DNA-Strang werden dann durch spezielle DNA-Polymerasen mit komplementären DNA-Nukleotiden ergänzt.
Zum Abschluss verknüpft das EnzymLigase die noch nicht miteinander verbundenen neuen DNA-Strangabschnitte zu einem einzigen Strang.
Mutationen von DNA-Abschnitten – zum Beispiel Austausch von Basen gegen andere oder Änderungen in der Basensequenz – führen zu Veränderungen desErbgutes, die zum Teil tödlich (letal) für den betroffenen Organismus sein können.
In seltenen Fällen sind solche Mutationen aber auch von Vorteil; sie bilden dann den Ausgangspunkt für die Veränderung von Lebewesen im Rahmen derEvolution. Mittels derRekombination bei der geschlechtlichenFortpflanzung wird diese Veränderung der DNA sogar zu einem entscheidenden Faktor bei der Evolution: Die eukaryotische Zelle besitzt in der Regel mehrere Chromosomensätze, d. h., ein DNA-Doppelstrang liegt mindestens zweimal vor. Durch wechselseitigen Austausch von Teilen dieser DNA-Stränge, dasCrossing-over bei derMeiose, können so neue Eigenschaften entstehen.
DNA-Moleküle können durch verschiedene Einflüsse beschädigt werden.Ionisierende Strahlung, wie zum BeispielUV- oderγ-Strahlung,Alkylierung sowieOxidation können die DNA-Basen chemisch verändern oder zum Strangbruch führen. Diese chemischen Änderungen beeinträchtigen unter Umständen die Paarungseigenschaften der betroffenen Basen. Viele der Mutationen während derReplikation kommen so zustande.
Einige häufige DNA-Schäden sind:
die Bildung von Uracil aus Cytosin unter spontanem Verlust einer Aminogruppe durchHydrolyse: Uracil ist wie Thymin komplementär zu Adenin.
Thymin-Thymin-Dimerschäden verursacht durch photochemische Reaktion zweier aufeinander folgender Thyminbasen im DNA-Strang durchUV-Strahlung, zum Beispiel ausSonnenlicht. Diese Schäden sind wahrscheinlich eine wesentliche Ursache für die Entstehung vonHautkrebs.
die Entstehung von8-Oxoguanin durchOxidation von Guanin: 8-Oxoguanin ist sowohl zu Cytosin als auch zu Adenin komplementär. Während derReplikation können beide Basen gegenüber 8-Oxoguanin eingebaut werden.
Aufgrund ihrer mutagenen Eigenschaften und ihres häufigen Auftretens (Schätzungen belaufen sich auf 104 bis 106 neue Schäden pro Zelle und Tag) müssen DNA-Schäden rechtzeitig aus demGenom entfernt werden. Zellen verfügen dafür über ein effizientes DNA-Reparatursystem. Es beseitigt Schäden mit Hilfe folgender Strategien:
Direkte Schadensreversion: Ein Enzym macht die chemische Änderung an der DNA-Base rückgängig.
Basenexcisionsreparatur: Die fehlerhafte Base, zum Beispiel 8-Oxoguanin, wird aus dem Genom ausgeschnitten. Die entstandene freie Stelle wird anhand der Information im Gegenstrang neu synthetisiert.
Nukleotidexcisionsreparatur: Ein größerer Teilstrang, der den Schaden enthält, wird aus dem Genom ausgeschnitten. Dieser wird anhand der Information im Gegenstrang neu synthetisiert.
Homologe Rekombination: Sind beide DNA-Stränge beschädigt, wird die genetische Information aus dem zweiten Chromosom des homologen Chromosomenpaars für die Reparatur verwendet.
Replikation mit speziellen Polymerasen: DNA-Polymerase η kann zum Beispiel fehlerfrei über einen TT-Dimerschaden replizieren. Menschen, bei denen Polymerase η nicht oder nur eingeschränkt funktioniert, leiden häufig anXeroderma pigmentosum, einerErbkrankheit, die zu extremer Sonnenlichtempfindlichkeit führt.
Die Basenpaarung von DNA wird bei verschiedenen zellulären Vorgängendenaturiert. Die Basenpaarung wird dabei durch verschiedeneDNA-bindende Proteine abschnittsweise aufgehoben, z. B. bei derReplikation oder derTranskription. Der Ort des Denaturierungsbeginns wird als Denaturierungsblase bezeichnet[90] und imPoland-Scheraga-Modell beschrieben.[91] Jedoch wird die DNA-Sequenz, dieSteifigkeit und dieTorsion nicht miteinbezogen.[92] Die Lebensdauer einer Denaturierungsblase beträgt zwischen einer Mikrosekunde und einer Millisekunde.[93]
AlsaDNA („ancient DNA“; alte DNA) werden Reste von Erbgutmolekülen in toten Organismen bezeichnet, wenn keine direkten Verwandten des beprobten Organismus mehr leben. Auch wird die DNA des Menschen dann als aDNA bezeichnet, wenn das Individuum mindestens 75 Jahre vor der Probenuntersuchung verstorben ist.
Chris R. Calladine und andere:DNA – Das Molekül und seine Funktionsweise. 3. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 2005,ISBN 3-8274-1605-1.
Ernst Peter Fischer:Am Anfang war die Doppelhelix. James D. Watson und die neue Wissenschaft vom Leben. Ullstein, Berlin 2004,ISBN 3-548-36673-2.
Ernst Peter Fischer:Das Genom. Eine Einführung. Fischer, Frankfurt am Main 2002,ISBN 3-596-15362-X.
James D. Watson:Die Doppelhelix. Rowohlt, Reinbek 1997,ISBN 3-499-60255-5.
James D. Watson:Gene, Girls und Gamow. Erinnerungen eines Genies. Piper, München 2003,ISBN 3-492-04428-X.
James D. Watson:Am Anfang war die Doppelhelix. Ullstein, Berlin 2003,ISBN 3-550-07566-9.
James D. Watson, M. Gilman, J. Witkowski, M. Zoller:Rekombinierte DNA. 2. Auflage. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 1993,ISBN 3-86025-072-8.
↑Vgl.Duden. Die deutsche Rechtschreibung. Band 1. 26. Auflage. Mannheim 2013.
↑Bärbel Häcker:DNS. In:Werner E. Gerabek, Bernhard D. Haage,Gundolf Keil, Wolfgang Wegner (Hrsg.):Enzyklopädie Medizingeschichte. De Gruyter, Berlin / New York 2005,ISBN 3-11-015714-4, S. 316 f.; hier: S. 316.
↑Johann Friedrich Miescher: Brief an Wilhelm His, 17. Dezember 1892 In: Miescher, Johann Friedrich: Die histochemischen und physiologischen Arbeiten, Band 1, Seite 116 f. (Dieser Brief wurde erst 1897 nach dem Tode Friedrich Mieschers publiziert.)
↑Vgl. auch: Hans Blumenberg: Die Lesbarkeit der Welt. Frankfurt am Main 1986. Suhrkamp Verlag. Kapitel XXII Der genetische Code und seine Leser. Seite 372 ff. Dort eine Darstellung der Bedeutung Friedrich Mieschers in Hinsicht auf die Einführung des Schriftvergleichs für die Erbinformation.
↑Richard Altmann:Ueber Nucleinsäuren. In:Archiv für Anatomie und Physiologie. Physiologische Abteilung. Leipzig 1889, S. 524–536.
↑P.A. Levene:The structure of yeast nucleic acid. In:Journal of Biological Chemistry.Band40,Nr.2, Dezember 1919,S.415–424,doi:10.1016/s0021-9258(18)87254-4.
↑Joachim Gerlach:Hartwig Kuhlenbeck† In:Würzburger medizinhistorische Mitteilungen. Band 2, 1984, S. 269–273, hier: S. 271.
↑O. Avery, C. MacLeod, M. McCarty:Studies on the chemical nature of the substance inducing transformation of pneumococcal types. Inductions of transformation by a desoxyribonucleic acid fraction isolated from pneumococcus type III. In:J Exp Med.Band79,Nr.2, 1944,S.137–158,doi:10.1084/jem.149.2.297.
↑abJ. D. Watson, F. H. Crick:Molecular structure of nucleic acids; a structure for deoxyribose nucleic acid. In:Nature.Band171,Nr.4356, 25. April 1953,S.737–738,doi:10.1038/171737a0,PMID 13054692.
↑Siegfried Wendt (Universität Potsdam) berichtet: "Ich habe Erwin Chargaff in seinen letzten Lebensjahren persönlich kennengelernt und weiß, wie sehr es ihn gekränkt hat, dass alle Welt Crick und Watson als die Entdecker der DNA-Struktur feiert und sein Name heute kaum noch fällt":In: Forschung und Lehre 3/24: Leserforum, S. 198.
↑Moritz Aisslinger:Sie war’s. Untertitel:Anfang der Fünfzigerjahre: Die Forscherin Rosalind Franklin kommt dem Geheimnis des Lebens ganz nahe. Doch drei Männer betrügen sie um den Lohn ihrer Arbeit – und erhalten den Nobelpreis. In:Die Zeit Nr. 42 vom 13. Oktober 2022, S. 15–17 (Mit Aktualisierungen in der online-Version am 16.10.Komplettansicht des Artikels hinter der Bezahlschranke.). In der Artikel-Reihe: Sternstunden der Menschheit. (Mit 2 Fotos von ihr aus den 1950ern und einer Kopie desphoto 51 von 2. Mai 1952)
↑R. Wing, H. Drew, T. Takano, C. Broka, S. Tanaka, K. Itakura, R. Dickerson:Crystal structure analysis of a complete turn of B-DNA. In:Nature.Band287,Nr.5784, 1980,S.755–758,PMID 7432492.
↑S. C. Ha, K. Lowenhaupt, A. Rich, Y. G. Kim, K. K. Kim:Crystal structure of a junction between B-DNA and Z-DNA reveals two extruded bases. In:Nature.Band437, 2005,S.1183–1186,PMID 16237447.
↑abPeter Yakovchuk, Ekaterina Protozanova, Maxim D. Frank-Kamenetskii:Base-stacking and base-pairing contributions into thermal stability of the DNA double helix. In:Nucleic Acids Research. Band 34, Nr. 2, 2006, S. 564–574.doi:10.1093/nar/gkj454,PMID 16449200.
↑Gerhard Steger (Hrsg.):Bioinformatik: Methoden zur Vorhersage von RNA- und Proteinstrukturen. Birkhäuser Verlag, Basel, Boston, Berlin 2003.
↑S. Kiljunen, K. Hakala, E. Pinta, S. Huttunen, P. Pluta, A. Gador, H. Lönnberg, M. Skurnik:Yersiniophage phiR1-37 is a tailed bacteriophage having a 270 kb DNA genome with thymidine replaced by deoxyuridine. In:Microbiology. 151. Jahrgang, Pt 12, Dezember 2005,S.4093–4102,doi:10.1099/mic.0.28265-0,PMID 16339954.
↑J. Uchiyama, I. Takemura-Uchiyama, Y. Sakaguchi, K. Gamoh, S. Kato, M. Daibata, T. Ujihara, N. Misawa, S. Matsuzaki:Intragenus generalized transduction in Staphylococcus spp. by a novel giant phage. In:The ISME Journal. 8. Jahrgang,Nr.9, September 2014,S.1949–1952,doi:10.1038/ismej.2014.29,PMID 24599069,PMC 4139722 (freier Volltext).
↑P. Molnár, L. Marton, R. Izrael, H. L. Pálinkás, B. G. Vértessy: Uracil moieties inPlasmodium falciparum genomic DNA. FEBS Open Bio, Band 8, Nr. 11, 2018, S. 1763–1772.
↑abE. Casella, O. Markewych, M. Dosmar, H. Witmer:Production and expression of dTMP-enriched DNA of bacteriophage SP15. In:Journal of Virology.Band28,Nr.3, Dezember 1978,S.753–766,doi:10.1128/JVI.28.3.753-766.1978,PMID 153409.
↑M. S. Walker, M. Mandel:Biosynthesis of 5-(4'5'-dihydroxypentyl) uracil as a nucleoside triphosphate in bacteriophage SP15-infected Bacillus subtilis. In:Journal of Virology.Band25,Nr.2, Februar 1978,S.500–509,doi:10.1128/JVI.25.2.500-509.1978,PMID 146749.
↑abcAndrew M. Kropinski et al.:The Sequence of Two Bacteriophages with Hypermodified Bases Reveals Novel Phage-Host Interactions. In:Viruses, Mai 2018, 10(5), S. 217.PMC 5977210 (freier Volltext),PMID 29695085,PMC 5977210 (freier Volltext).
↑M Cross, R Kieft, R Sabatini, M Wilm, M de Kort, GA van der Marel, JH van Boom, F van Leeuwen, P Borst:The modified base J is the target for a novel DNA-binding protein in kinetoplastid protozoans. In:The EMBO Journal. 18. Jahrgang,Nr.22, November 1999,S.6573–6581,doi:10.1093/emboj/18.22.6573,PMID 10562569,PMC 1171720 (freier Volltext).
↑LM Iyer, M Tahiliani, A Rao, L Aravind:Prediction of novel families of enzymes involved in oxidative and other complex modifications of bases in nucleic acids. In:Cell Cycle. 8. Jahrgang,Nr.11, Juni 2009,S.1698–1710,doi:10.4161/cc.8.11.8580,PMID 19411852,PMC 2995806 (freier Volltext).
↑HG van Luenen, C Farris, S Jan, PA Genest, P Tripathi, A Velds, RM Kerkhoven, M Nieuwland, A Haydock, G Ramasamy, S Vainio, T Heidebrecht, A Perrakis, L Pagie, B van Steensel, PJ Myler, P Borst:Glucosylated hydroxymethyluracil, DNA base J, prevents transcriptional readthrough in Leishmania. In:Cell. 150. Jahrgang,Nr.5, August 2012,S.909–921,doi:10.1016/j.cell.2012.07.030,PMID 22939620,PMC 3684241 (freier Volltext).
↑Patentanmeldung WO03093461A2: Genomic Library of Cyanophages S-2L and functional Analysis. Angemeldet am 28. April 2003, veröffentlicht am 13. November 2003, Anmelder: Pasteur Institut et al., Erfinder: Philippe Marliere et al..
↑R. S. Safferman, R. E. Cannon, P. R. Desjardins, B. V. Gromov, R. Haselkorn, L. A. Sherman, M. Shilo:Classification and Nomenclature of Viruses of Cyanobacteria. In:Intervirology. 19. Jahrgang,Nr.2, 1983,S.61–66,doi:10.1159/000149339,PMID 6408019.
↑TB Johnson, RD Coghill:Pyrimidines. CIII. The discovery of 5-methylcytosine in tuberculinic acid, the nucleic acid of the tubercle bacillus. In:Journal of the American Chemical Society. 47. Jahrgang, 1925,S.2838–2844.
↑Heike Vogelsang-Wenke, Dieter Oesterhelt:Isolation of a halobacterial phage with a fully cytosine-methylated genome. In:MGG Molecular & General Genetics. 211. Jahrgang,Nr.3, März 1988,S.407–414,doi:10.1007/BF00425693.
↑GR Wyatt, SS Cohen:The bases of the nucleic acids of some bacterial and animal viruses: the occurrence of 5-hydroxymethylcytosine. In:The Biochemical Journal. 55. Jahrgang,Nr.5, 1953,S.774–782,PMID 13115372,PMC 1269533 (freier Volltext).
↑DB Dunn, JD Smith:Occurrence of a new base in the deoxyribonucleic acid of a strain of Bacterium coli. In:Nature. 175. Jahrgang,Nr.4451, 1955,S.336–337,PMID 13235889.
↑E Bremeret al.:Lambda placMu: a transposable derivative of bacteriophage lambda for creating lacZ protein fusions in a single step. In:J Bacteriol. Band 158, Nr. 3, Juni 1984, S. 1084–1093,PMC 215554 (freier Volltext),PMID 6327627.
↑Diego de Mendoza, Alberto L. Rosa:Cloning of mini-Mu bacteriophage in cosmids: in vivo packaging into phage lambda heads. In:Gene.Band39,Nr.1, 1985,S.55–59,doi:10.1016/0378-1119(85)90107-6.
↑B. Allet, A. I. Bukhari:Analysis of bacteriophage mu and lambda-mu hybrid DNAs by specific endonucleases. In:Journal of Molecular Biology. 92. Jahrgang,Nr.4, 1975,S.529–540,PMID 1097703.
↑II Nikolskaya, NG Lopatina, SS Debov:Methylated guanine derivative as a minor base in the DNA of phage DDVI Shigella disenteriae. In:Biochimica et Biophysica Acta. 435. Jahrgang,Nr.2, 1976,S.206–210,PMID 779843.
↑A Janulaitis, S Klimasauskas, M Petrusyte, V Butkus:Cytosine modification in DNA by BcnI methylase yields N4-methylcytosine. In:FEBS Letters. 161. Jahrgang,Nr.1, 1983,S.131–134,PMID 6884523.
↑D Swinton, S Hattman, R Benzinger, V Buchanan-Wollaston, J Beringer:Replacement of the deoxycytidine residues in Rhizobium bacteriophage RL38JI DNA. In:FEBS Letters. 184. Jahrgang,Nr.2, 1985,S.294–298,PMID 2987032.
↑KL Maltman, J Neuhard, RA Warren:5-[(Hydroxymethyl)-O-pyrophosphoryl]uracil, an intermediate in the biosynthesis of alpha-putrescinylthymine in deoxyribonucleic acid of bacteriophage phi W-14. In:Biochemistry. 20. Jahrgang,Nr.12, 1981,S.3586–3591,PMID 7260058.
↑YJ Lee, N Dai, SE Walsh, S Müller, ME Fraser, KM Kauffman, C Guan, IR Corrêa Jr, PR Weigele:Identification and biosynthesis of thymidine hypermodifications in the genomic DNA of widespread bacterial viruses. In:Proc Natl Acad Sci USA, 3. April 2018, 115(14), S. E3116–E3125.doi:10.1073/pnas.1714812115,PMID 29555775.
↑H. Hayashi, K. Nakanishi, C. Brandon, J. Marmur:Structure and synthesis of dihydroxypentyluracil from bacteriophage SP-15 deoxyribonucleic acid. In:J. Am. Chem. Soc., 1973, 95, S. 8749–8757.doi:10.1021/ja00807a041.
↑T Carell, MQ Kurz, M Müller, M Rossa, F Spada:Non-canonical bases in the genome: The regulatory information layer in DNA. In:Angewandte Chemie (International Ed. in English). 2017,doi:10.1002/anie.201708228,PMID 28941008.
↑X Shu, M Liu, Z Lu, C Zhu, H Meng, S Huang, X Zhang, C Yi:Genome-wide mapping reveals that deoxyuridine is enriched in the human centromeric DNA. In:Nat Chem Biol, 2018,doi:10.1038/s41589-018-0065-9.
↑Kyung Hyun Lee, Kiyofumi Hamashima, Michiko Kimoto, Ichiro Hirao:Genetic alphabet expansion biotechnology by creating unnatural base pairs. In:Current Opinion in Biotechnology, Volume 51, Juni 2018, S. 8–15,ScienceDirect,ResearchGate,PMID 29049900,doi:10.1016/j.copbio.
↑A. M. Sismour, S. Lutz, J. H. Park, M. J. Lutz, P. L. Boyer, S. H. Hughes, S. A. Benner:PCR amplification of DNA containing non-standard base pairs by variants of reverse transcriptase from Human Immunodeficiency Virus-1. In:Nucleic Acids Research. Band 32, Nummer 2, 2004, S. 728–735,doi:10.1093/nar/gkh241,PMID 14757837,PMC 373358 (freier Volltext).
↑Z. Yang, D. Hutter, P. Sheng, A. M. Sismour und S. A. Benner:Artificially expanded genetic information system: a new base pair with an alternative hydrogen bonding pattern. In:Nucleic Acids Res., 34, 2006, S. 6095–6101.PMC 1635279 (freier Volltext)
↑Yorke Zhang, Brian M. Lamb, Aaron W. Feldman, Anne Xiaozhou Zhou, Thomas Lavergne, Lingjun Li, Floyd E. Romesberg:A semisynthetic organism engineered for the stable expansion of the genetic alphabet. In:PNAS, 114 (6), 7. Februar 2017, S. 1317–1322; first published January 23, 2017,doi:10.1073/pnas.1616443114, Hrsg.: Clyde A. Hutchison III, The J.Craig Venter Institute
↑Indu Negi, Preetleen Kathuria, Purshotam Sharma, Stacey D. Wetmore:How do hydrophobic nucleobases differ from natural DNA nucleobases? Comparison of structural features and duplex properties from QM calculations and MD simulations. In:Phys. Chem. Chem. Phys., 2017, 19, S. 16305–16374,doi:10.1039/C7CP02576A.
↑Shuichi Hoshika, Nicole A. Leal, Myong-Jung Kim, Myong-Sang Kim, Nilesh B. Karalkar, Hyo-Joong Kim, Alison M. Bates, Norman E. Watkins Jr., Holly A. SantaLucia, Adam J. Meyer, Saurja DasGupta, Joseph A. Piccirilli, Andrew D. Ellington, John SantaLucia Jr., Millie M. Georgiadis, Steven A. Benner:Hachimoji DNA and RNA: A genetic system with eight building blocks. In:Science, 363 (6429), 22. Februar 2019, S. 884–887,doi:10.1126/science.aat0971.
↑W. Purschke, F. Radtke, F. Kleinjung, S. Klussmann:A DNA Spiegelmer to staphylococcal enterotoxin B. In:Nucleic Acids Research. Band 31, Nr. 12, 2003, S. 3027–3032.doi:10.1093/nar/gkg413,PMID 12799428.
↑Gosuke Hayashi, Masaki Hagihara, Kazuhiko Nakatani:Application of L-DNA as a molecular tag. In:Nucleic Acids Symposium Series, Band 49, Nr. 1, 2005, S. 261–262.doi:10.1093/nass/49.1.261,PMID 17150733.
↑Leonard M. Adelmann:Rechnen mit der DNA. In:Spektrum der Wissenschaft. November 1998, S. 77,(Volltext)
↑François Sicard, Nicolas Destainville, Manoel Manghi:DNA denaturation bubbles: Free-energy landscape and nucleation/closure rates. In:The Journal of Chemical Physics. 142. Jahrgang,Nr.3, 21. Januar 2015,S.034903,doi:10.1063/1.4905668,arxiv:1405.3867.
↑C. Richard, A. J. Guttmann:Poland–Scheraga Models and the DNA Denaturation Transition. In:Journal of Statistical Physics. 115, 2004, S. 925,doi:10.1023/B:JOSS.0000022370.48118.8b.
↑Grégoire Altan-Bonnet, Albert Libchaber, Oleg Krichevsky:Bubble Dynamics in Double-Stranded DNA. In:Physical Review Letters. 90. Jahrgang,Nr.13, 1. April 2003,doi:10.1103/physrevlett.90.138101.
.jpg)
